Eco-vriendelijke microplasma-synthese van geel-emitterende koolstofkwantumpuntjes voor kankercel-imaging en fotokatalytische inactivering

Samenvatting

In de afgelopen jaren tonen multifunctionele nanopartikelen met gecombineerde diagnostische en therapeutische functies grote belofte in de nanogeneeskunde. In deze studie rapporteren we de milieu-vriendelijke synthese van fluorescerende koolstofnanodeeltjes, specifiek koolstofkwantumpuntjes (CQDs), via microplasma met behulp van o-fenylenediamine. De geproduceerde CQDs vertonen een brede absorptiepiek van 380–500 nm en emitteren heldere gele fluoresentie met een piek bij 550 nm. De CQDs worden snel opgenomen door HeLa-kankercellen. Onder blauwe licht-excitatie produceren ze een helder geel fluoresentie-signaal en intense reactieve zuurstofsoorten (ROS), wat simultane fluoresente kankercel-imaging en fotodynamische inactivering mogelijk maakt, met een 40% afname in relatieve cellevensvatbaarheid. Daarnaast bleven ongeveer 98% van de cellen actief na incubatie met 400 µg mL⁻¹ CQDs in het donker, wat de uitstekende biocompatibiliteit aantoont. De nieuw bereide CQDs zijn dus effectieve en veilige materialen voor in vivo bio-imaging en imaging-gegestuurde kankertherapie.

Inleiding

Kanker blijft een leidende doodsoorzaak wereldwijd. Multifunctionele nanopartikelen met zowel diagnostische als therapeutische functies hebben veelbelovende toepassingen in de nanogeneeskunde. Simultane beeld-gestuurde therapie is een nieuw concept in kankerbehandeling en toont grote belofte voor optimalisatie van therapeutische efficiëntie. Het kan nuttige informatie verschaffen over grootte en locatie van tumoren, het optimale tijdvenster voor fototherapie en therapeutische effectiviteit. Fotodynamische therapie (PDT) wordt gebruikt voor diverse kankersoorten en ziektes vanwege haar ruimtelijk-tijdelijke selectiviteit en non-invasieve aard. Ideale fotosensitizers bezitten: (1) efficiënte ROS-generatie, (2) goede biocompatibiliteit, en (3) wateroplosbaarheid. Huidige PDT-toepassingen worden echter beperkt door slechte wateroplosbaarheid, instabiliteit en suboptimale excitatiegolfengtes van fotosensitizers. Er is dus behoefte aan fotosensitizer-substituten met goede wateroplosbaarheid en biocompatibiliteit, geproduceerd via milieu-vriendelijke, lage-kosten methoden.

Koolstofkwantumpuntjes (CQDs) hebben enorme aandacht gekregen vanwege hun unieke voordelige eigenschappen: eenvoudige en milieu-vriendelijke synthese, lage toxiciteit, bemerkenswaardige biocompatibiliteit, uitstekende wateroplosbaarheid en lichtstabiliteit. CQDs hebben potentieel in cellulaire imaging, biosensing, gerichte medicijnafgifte en andere biomedische toepassingen. Er zijn twee benaderingen voor de synthese van koolstofpuntjes: bottom-up en top-down. Top-down methoden omvatten electrochemische oxidatie, laserablatie, chemische oxidatie en ultrasonische synthese. Bottom-up methoden bestaan uit hydrothermale behandeling, microgolfsynthese en thermische decompositie. Echter, de hoge temperatuur, hoge druk en sterke zuren die vereist zijn, leiden tot substantieel energieverbruik, gecompliceerde processen en onvermijdelijke milieuschade. Daarom ontstaan nieuwe milieu-vriendelijke synthetische methoden. Zo is gerapporteerd dat CQDs binnen enkele minuten geproduceerd kunnen worden via een microplasma-vloeistofmethode, zonder hoge temperatuur, groot energie-invoer en arbeidszware procedures. Microplasma's bieden een unieke fysico-chemische omgeving voor fundamentele studies en toepassingen met geavanceerde materialen. De chemische en elektronische omgevingen zijn hoogst non-equilibrium en kunnen energie opslaan. In deze omgeving worden grote hoeveelheden elektronen, ionen, vrije radicalen en andere geëxciteerde geïoniseerde actieve stoffen geproduceerd. Hoewel o-fenylenediamine een grondstof is voor koolstofnanopuntjes-synthese, is het nog niet in microplasma-synthese gebruikt.

In deze studie werd o-fenylenediamine gebruikt als grondstof voor CQD-synthese via microplasma-behandeling. De gegenereerde CQDs waren uniform in grootte (rond 3,2 nm diameter) en vertoonden een emissiepiek rond 550 nm. We tonen aan dat de nieuw gesynthetiseerde CQDs onder lichtcondities grote hoeveelheden ROS produceren. In vitro worden CQDs geabsorbeerd door HeLa-tumorcellen en emitteren ze geel licht onder blauwe golflengte-excitatie (420–500 nm) met lage toxiciteit. We observeerden ook inactivering van HeLa-tumorcellen onder bestraling bij 460 nm. Deze resultaten suggereren dat de nieuw bereide CQDs veelbelovende materialen zijn voor in vivo bio-imaging, imaging-gegestuurde of gerichte kankertherapie.

Resultaten en discussie

Karakterisatie van CQDs

De geel-emitterende CQDs in deze studie worden op een eenvoudige, milieu-vriendelijke manier bereid via een microplasma-methode met o-fenylenediamine als koolstofprecursor. Hoewel de microplasma-methode gerapporteerd is voor koolstofnanopuntjes-synthese, is er weinig relatief onderzoek. Figuur 1A toont transmissie-elektronenmicroscopie (TEM) beelden van de CQD-deeltjes. De deeltjes geproduceerd door microplasma waren cyclisch of ovaalvormig met een gemiddelde diameter van 3,2 nm. Zoals getoond in de hoge-resolutie afbeelding Fig. 1A (inset), is de roosterafstand in de CQDs 0,21 nm, behorend tot het (1,1,0) vlak van grafiet. Het Ramanspectrum toont dat de D-modus (onordening geïnduceerde modus) rond 1342 cm⁻¹ en de G-modus rond 1507 cm⁻¹ liggen, respectievelijk als gevolg van sp³ en sp²-hybridisatie van koolstof (Fig. 1E). De intensiteit van de D-modus ten opzichte van de G-modus hangt af van de grootte van de grafiet-microkristallen in het monster. Hogere onordening leidt tot een hogere ID/IG-verhouding en kleinere grafiet-microkristallen. Bovendien kunnen de D- en G-modus van CQD-poeders worden gezien als kleine grafietvlokken met een relatief hoge ID/IG-verhouding (0,77).

FTIR en XPS zijn krachtige tools om de chemische samenstelling en structuur van koolstofgebaseerde materialen te karakteriseren. FTIR-data voor CQDs werden opgenomen in het bereik 400–4000 cm⁻¹ (Fig. 1F). Het FTIR-spectrum onthult dat de CQDs voornamelijk amine (3052 en 3324 cm⁻¹), OH (3200 cm⁻¹), C=O (1595 cm⁻¹), C–N/C–O (1200 cm⁻¹), C=C (1500 cm⁻¹) en CH (748 cm⁻¹) functionele groepen of chemische bindingen bevatten. De oppervlaktecomponenten van de CQDs, bepaald door XPS, zijn consistent met de FTIR-resultaten. Het complete spectrum in Fig. 2A toont drie typische pieken: C 1s (285 eV), N 1s (400 eV), en O 1s (531 eV).

Zoals getoond in Fig. 2B–D, onthult een C 1s-analyse de aanwezigheid van sp²/sp³ koolstoffen (C–C/C=C, 284,8 eV), nitrose koolstoffen (C–O/C–N, 285,9 eV), en carbonyler koolstoffen (C=O, 287,7 eV). Het N 1s-band werd ontdaan in drie pieken bij 399,3, 400,3 en 401,7 eV, corresponding met pyrrool-N, grafiet-N en amine-N, respectievelijk. Het O 1s-band bevatte pieken bij 531,6 en 533,1 eV voor C–O en C=O, respectievelijk. Belangrijk is dat het bestaan van deze functionele groepen de CQDs gunstige oplosbaarheid geeft. Verder werden de optische eigenschappen van CQDs onderzocht met fluoresentiespectroscopie en UV-vis absorptie. De fluoresentie-emissiespectra van CQDs zijn getoond in Fig. 1C. De bereide CQDs vertonen excitatie-afhankelijke fluoresentie-emissie. Bij excitatie van 400 tot 500 nm verschuift de maximale emissiepiek van 473 naar 519 nm en daalt de intensiteit scherp. Fig. 1D toont de UV-vis spectra van CQDs met een sterke absorptiepiek in 400–490 nm. De CQDs vertonen twee karakteristieke absorptiepieken bij 280 en 420 nm, verwijzend naar π–π* (aromatische C=C) en n–π* (carboxyl en/of C–N) overgangen. Deze optische eigenschappen bieden haalbaarheid voor simultane biologische imaging en fotodynamische inactivering.

Bio-imaging en cytotoxiciteit van CQDs

Om de capaciteit van CQDs voor bio-imaging en cellabeling te beoordelen, werd in vitro cellulaire imaging met CQDs onderzocht op HeLa-cellen met een confocal laser scanning microscopie (CLSM). HeLa-cellen werden geïncubeerd met 200 µg mL⁻¹ CQDs gedurende 6 uur en vervolgens voorbereid voor CLSM-detectie. Als resultaat toonden HeLa-cellen heldere gele fluoresentie gelijkmatig verdeeld door de cel (Fig. 3A). Belangrijk is dat een lage CQD-concentratie van 200 µg mL⁻¹ voldoende was om HeLa-cellen te labelen met gele fluoresentie, wat de mogelijkheid van CQDs in celimaging verder specificert. Zoals gerapporteerd, vertonen koolstofnanopartikels sterke emissie alleen in het blauwe lichtgebied, terwijl lange-golflengte emissies meestal zwak zijn. Onder UV-excitatie tonen biologische weefsels vaak blauwe autofluoresentie en zijn kwetsbaar voor fotodamage, wat de toepassing van koolstofnanopartikels met korte-golflengte emissies in biologische imaging ernstig hindert. Daarom was de ontwikkeling van koolstofnanopartikels met lange-golflengte emissies een grote zorg. In deze studie toonden de bereide CQDs heldere gele fluoresentie onder excitatie van 400–450 nm licht. De geëxciteerde gele fluoresentie kan CQDs in staat stellen om diepgelegen tumoren te detecteren. Er is echter nog een lange weg te gaan voor praktische toepassingen in humane kankerimaging.

Naast luminescentie-eigenschappen zijn hoge biocompatibiliteit en lage toxiciteit vereist als CQDs bedoeld zijn als potentiële bio-labeling reagentia. Voor biomedische toepassingen moeten materialen bij aanbevolen doseringen hoog biocompatibel zijn. Om cytotoxiciteit te onderzoeken, werden HeLa-cellen behandeld met CQDs bij concentraties van 0 tot 400 µg mL⁻¹ gedurende 24 uur. Zoals getoond in Fig. 3B, overleefden meer dan 95% van de cellen volgens MTT-assays, wat aantoont dat CQDs praktisch niet toxisch zijn.

Deze gegevens suggereren dat de nieuw gegenereerde CQDs met geëxciteerde gele fluoresentie lage cytotoxiciteit en hoge biocompatibiliteit hebben, wat hun veelbelovende toepassing in biologische imaging vergemakkelijkt.

Effectiviteit van fotodynamische therapie

Kankercel-inactivering

Zoals getoond in Fig. 3C, verschilde de levensvatbaarheid niet tussen HeLa-cellen behandeld met alleen CQDs of alleen blauw licht. Simultane behandeling met CQDs en blauw licht verlaagde de cellevensvatbaarheid van HeLa-cellen aanzienlijk, afhankelijk van de duur van foto-expositie. Na bestraling bij 460 nm gedurende 15 min vertoonden de CQDs opmerkelijke antitumoractiviteit; de levensvatbaarheid van HeLa-cellen nam met ongeveer 40% af bij een concentratie van 200 µg mL⁻¹. Om de effecten van geëxciteerde CQDs verder te detecteren, werden MTT-assays uitgevoerd om de halve maximaal inhibitie-concentratie (IC50) van geëxciteerde CQDs op HeLa-cellen te evalueren. De IC50 van CQDs na excitatie op HeLa-cellen was ongeveer 427,5 µg mL⁻¹ (95% BI 366,7–498,7 µg mL⁻¹) na 10-min bestraling en ongeveer 255,1 µg mL⁻¹ (95% BI 220,9–249,8 µg mL⁻¹) na 15-min bestraling.

Deze resultaten tonen aan dat geëxciteerde CQDs effectief tumorcellen kunnen doden, vergelijkbaar met sommige klinische antikankermiddelen zoals Photofrin, wat de veelbelovende waarde van CQDs in imaging-gegestuurde antitumortherapie benadrukt.

ROS-generatie van CQDs

Tijdens PDT kunnen kankercellen worden gedood door cytotoxische ROS gegenereerd door de geëndocyteeerde fotosensitizer onder geschikte bestralingscondities. ROS kunnen doelcellen inactiveren door apoptose of necrose met weinig bijwerkingen via PDT bij diverse ziekten. Inspectie van Fig. 4A toont dat het ROS-reagens rode fluoresentie emitteert, wat ROS-generatie aangeeft. Bovendien overlapt het rode ROS-signaal goed met de fluoresentie van CQDs, wat betekent dat ROS-generatie nauw verbonden is met de opname van CQDs door tumorcellen. Fig. 4B toont dat, vergeleken met controle en geen laserbestraling groepen, de experimentele groepen onder 460 nm laserbestraling gedurende 15 min duidelijke ROS-generatie vertoonden. Onze resultaten wijzen erop dat CQDs de intracellulaire ROS-productie onder 460 nm laserbestraling significant bevorderen en groot potentieel hebben voor PDT-toepassing. In principe kunnen CQDs geëxciteerd worden van de grondtoestand (S0 in Fig. 4C) naar een geëxciteerde toestand (Sn in Fig. 4C), en de efficiëntie van dit proces wordt bepaald door de intensiteit van de lichtbron en het extinctiecoëfficiënt. Na oplosmiddel-gemediëerde relaxatie blijven CQDs op het laagste trillingsniveau van de eerste enkelvoudige geëxciteerde toestand. Door de snelle trillingsrelaxatie na excitatie is de energie van het gefotoneerde foton uit de eerste enkelvoudige geëxciteerde toestand (S1 in Fig. 4C) lager dan de energie van het excitatiefoton, wat resulteert in een golflengte-toename. Fluoresentie-imaging gebruikt de CQD-overgang van S0 naar Sn naar S1. De CQDs werden ingenomen door HeLa-tumorcellen en emitteren fluoresentie bij verlichting met een geschikte golflengtebron, waardoor de cellen gelabeld kunnen worden. S1 kan terugkeren naar de S0-toestand via fluoresentie of via intersystem crossing naar een niet-fluorescerende triplet geëxciteerde toestand (T1 in Fig. 4C). De fluorescerende groep van T1 is bijzonder actief in elektronenoverdrachtsreacties, genererend superoxide-vrije radicalen en daarmee resulterend in fluorescerende groepsdegradatie. De energie van T1 overgedragen op moleculaire zuurstof zou een geëxciteerd singulet zuurstofoxidatiemiddel produceren dat sterker is dan grondtoestand moleculaire zuurstof. De superoxideradicalen en singulet zuurstof, evenals andere ROS zoals OH en H₂O₂, reageren met nabijgelegen biologische moleculen om fototoxiciteit uit te oefenen, leidend tot celdood. Na opname door HeLa-cellen resulteerde verlichting in de overgang van de enkelvoudige toestand naar de triplettoestand via het intersystem, en het energieoverdrachtsproces produceerde ROS en leidde uiteindelijk tot celdood. Onder de juiste golflengtebron ondergaan CQDs twee typen energieoverdracht. Fluoresentie werd geëmiteerd om HeLa-tumorcellen te markeren, en HeLa-cellen werden gedood door ROS. Onze experimentele data onthulden de goede biocompatibiliteit van de nieuw geproduceerde CQDs in het donker en de tumordodend efficiëntie onder lichtcondities. Daarom kunnen CQDs worden gebruikt als fotosensitizer voor tumorcellen en -weefsels.

Daarnaast is het nog een onopgelost probleem hoe CQDs tumoren nauwkeurig kunnen targeten en tumorcellen effectiever kunnen doden. De bestaande overvloed aan oppervlakte functionele hydrofiele groepen (carboxyl, carbonyl, epoxy, hydroxyl, etc.) stelt koolstofpuntjes in staat om te conjugeren met specifieke antilichamen die tumoren precies kunnen targeten, mits de tumor specifieke biomarkers heeft. Tegelijkertijd kunnen koolstofpuntjes ook dienen als hulpmiddel voor medicijn- en genlevering vanwege hun hoge oppervlakte-tot-volume verhouding. Gezien de uitstekende biocompatibiliteit, kleine grootte voor internalisatie door tumorcellen, rijkdom aan oppervlakte functionele groepen en bio-imaging potentieel, worden koolstofpuntjes (inclusief CQDs) beschouwd als veelbelovende theranostische kandidaten voor tumortherapie. Er bestaan echter nog uitdagingen en onopgeloste problemen voor de toepassing van koolstofpuntjes in nanogeneeskunde en bio-imaging. Meer inspanningen zijn nodig om de vertaling van koolstofpunt-gerelateerde nanogeneeskunde van lab naar kliniek in de toekomst te bevorderen.

Conclusies

Samenvattend, we synthetiseerden fotoluminescente CQDs met o-fenylenediamine via de plasmamethode. Geëxciteerd door een blauwe laser, emitterden CQDs met een diameter van ongeveer 3,2 nm gele fluoresentie. Raman, UV-vis, FTIR en XPS resultaten toonden aan dat meer koolstofatomen betrokken waren bij sp²-hybridisatie, vormend een nieuwe organische groep. CQDs gesynthetiseerd via de plasmamethode bleken een effectieve sonde in celimaging experimenten, en de gele fluoresentie geëmiteerd door CQDs kan HeLa-cellen duidelijk markeren. Bovendien vertoonden de gesynthetiseerde CQDs gunstige oplosbaarheid, niet-toxiciteit en hoge biocompatibiliteit, wat hun bio-imaging capaciteit versnelt. Daarnaast konden geëxciteerde CQDs effectief HeLa-cellen doden via ROS-generatie, wat duidelijke fotodynamische cytotoxiciteit van CQDs in vitro aantoont en hun toepassing in PDT ondersteunt.

Experimentele methoden

Synthese van koolstofkwantumpuntjes

Het microplasma-verwerkingssysteem is samengevat in Additioneel bestand 1: Figuur S1. Een holle roestvrije staaf met een binnen-diameter van 180 µm was verbonden met een hoge-spanning gelijkstroom bron en gehouden op 2 mm boven de oplossingsovervlakte. Een Pt-elektrode was verbonden met de kathode van de stroombron en gedompeld in de oplossing. Vervolgens werd 400 mg o-fenylenediamine opgelost in 40 mL gedemineraliseerd water, en 20 mL van deze oplossing werd toegevoegd aan een Petrischaal en gerold met een magnetische roerbare. Tijdens microplasma-behandeling vloeide argongas (Ar) door de buis met een stroomsnelheid van 60 sccm, en de DC-stroom werd constant gehouden op 17 mA. Na 10 min plasma-behandeling werd het bruin-zwarte product gedialyseerd met een dialysemembraan (molecuulgewichtsafsnijpunt 500 Da) tegen 2 L gedemineraliseerd water gedurende 12 uur en vervolgens gefiltreerd door een 0,22 µm ultrafiltratiemembraan. Uiteindelijk werden zuivere CQDs verkregen door vriesdrogen.

Karakterisatie van structuur, samenstelling en optische eigenschappen van CQDs

De grootte en morfologie van de CQDs werden gekarakteriseerd door TEM met een JEM-2100F systeem. Fluoresentiespectroscopie werd uitgevoerd met een Perkin Elmer LS 55 Luminescence Spectrometer. UV/Vis absorptiespectra werden gemeten met een Varian Cary 50 UV–VIS spectrophotometer. FTIR-spectra werden verkregen met een Nicolet 6700 spectroscoop, en Ramanspectroscopie werd uitgevoerd met een 800 UV micro-Raman spectrometer. XPS-experimenten werden uitgevoerd met een Axis Ultra DLD systeem.

Celcultuur en cytotoxiciteitsassay

HeLa-cellen (ATCC) werden gekweekt in Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) met 10% FBS en 1% penicilline-streptomycine bij 37 °C in een vochtige 5% CO₂-atmosfeer. Voor cytotoxiciteitsstudies van CQDs, tellen en zaaien cellen in 96-putplaten met 200 µL complet medium bij een dichtheid van 6000 cellen per put. Na 24 uur cultuur werden cellen geïncubeerd met CQDs bij concentraties van 0, 25, 50, 100, 200 en 400 µg mL⁻¹ voor nog eens 24 uur, en de cellevensvatbaarheid werd gedetecteerd met MTT-assays. Kortom, deze oplossingen werden vervangen door 100 µL MTT-testoplossing (0,5 mg mL⁻¹) en 4 uur geïncubeerd in het donker. De supernatanten werden verwijderd en de kristallen opgelost in dimethylsulfoxide (DMSO). Tenslotte werd de absorbantie van elke put gemeten bij 490 nm. De optische dichtheid was gerelateerd aan cellevensvatbaarheid door 100% levensvatbaarheid aan te nemen voor het controlemonster zonder CQDs.

MTT-assay werd ook gebruikt om de IC50 van geëxciteerde CQDs op HeLa-cellen te bepalen. Kortom, HeLa-cellen in 96-putplaten werden geïncubeerd met CQDs bij concentraties van 0, 6,25, 12,5, 25, 50, 100, 200, 400, 800, 1600, 3200 en 6400 µg mL⁻¹ gedurende 24 uur in de incubator, behandeld met licht bij 460 nm voor 10 min of 15 min apart, en vervolgens nog eens 24 uur gekweekt. De cellevensvatbaarheid van elke put werd gedetecteerd met MTT-assay en de data gebruikt voor IC50-evaluatie.

Celimaging

Cellen met een concentratie van 2 × 10⁴ mL⁻¹ werden gezaaid in een confocal schotel (diameter = 15 mm), 24 uur gekweekt, en tweemaal gewassen met PBS om dode cellen te verwijderen. Een CQD-oplossing (200 µg mL⁻¹; pH 7) werd toegevoegd en de cellen werden 6 uur geïncubeerd. De cellen werden vervolgens driemaal gewassen met PBS om ongebonden CQDs te verwijderen en vastgezet met 4% paraformaledehyde. Vervolgens werden de monsters waargenomen met een CLSM (LSM510, Zeiss, Duitsland) met excitatie bij golflengtes van 400 tot 450 nm.

Fotodynamische therapie en ROS-metingen

Om antitumor-effecten te onderzoeken, werden HeLa-cellen geïncubeerd met 200 µg mL⁻¹ CQDs gedurende 24 uur bij 37 °C in het donker en behandeld met licht bij 460 nm (30 mW cm⁻²) gedurende 5, 10 en 15 min. Na 24 uur incubatie werd een standaard MTT-assay uitgevoerd om de relatieve cellevensvatbaarheid te bepalen. De intracellulaire generatie van ROS werd chemisch gedetecteerd met de spectrophotometrische methode met Fluorometric Intracellular Ros Assay Kit. Cellen werden in een confocal schotel (diameter = 15 mm) overnachten gekweekt voor celhechting. Vervolgens werden cellen 4 uur geïncubeerd met 200 µg mL⁻¹ CQDs. Daarna werd 100 µL/put Master Reaction Mix toegevoegd. Na 1 uur incubatie werden cellen 10 min vastgezet met 4% paraformaledehyde, en fluoresentiebeelden waargenomen door CLSM. Voor ROS-productiedetectie werden cellen in 96-putplaten met 200 µL cultuurmedium gekweekt. Na 24 uur incubatie werd het medium vervangen door 100 µL CQD-oplossing bij concentraties 0, 100, 200 µg mL⁻¹, en cellen werden nog eens 4 uur geïncubeerd. Vervolgens werden monsters driemaal gewassen met PBS, 15 min bestraald of niet, en geïncubeerd met 100 µL/put Master Reaction Mix gedurende 1 uur. Tenslotte werd de fluoresentie-intensiteit gedetecteerd met een fluoresentie-lezer (520 nm excitatie, 605 nm emissie).

Statistische analyses

Experimenten in deze studie werden driemaal herhaald, en statistische analyses werden uitgevoerd met SPSS19.0. Verschillen tussen twee groepen werden vergeleken met Mann–Whitney U-test. De IC50 van geëxciteerde CQDs op HeLa-cellen werd geëvalueerd met niet-lineaire regressie. P < 0,05 werd als statistisch significant beschouwd.

Beschikbaarheid van data en materialen

Alle data en materialen van de huidige studie zijn beschikbaar bij de corresponderende auteur op redelijke aanvraag.

Afkortingen

PDT:

Fotodynamische therapie

ROS:

Reactieve zuurstofsoorten

CQDs:

Koolstofkwantumpuntjes

TEM:

Transmissie-elektronenmicroscopie

CLSM:

Confocal laser scanning microscopie

DMEM:

Dulbecco's Modified Eagle Medium

MTT:

3-(4,5-Dimethylthiazolyl-2-yl)-2,5-difenyltetrazoliumbromide

DMSO:

Dimethylsulfoxide

IC50:

Halve maximaal inhibitie-concentratie