Op grafeenoxide gebaseerde nanocomposieten versierd met zilveren nanodeeltjes als antibacterieel middel
Abstract
Een van de meest veelbelovende methoden tegen geneesmiddelresistente bacteriën kunnen oppervlaktegemodificeerde materialen zijn met biocide nanodeeltjes en nanocomposieten. Hierin presenteren we een nanocomposiet met zilveren nanodeeltjes (Ag-NP's) op het oppervlak van grafeenoxide (GO) als een nieuw multifunctioneel antibacterieel en antischimmelmateriaal. Ultrasone technologieën zijn gebruikt als een effectieve methode voor het coaten van polyurethaanfolies. Toxiciteit op gramnegatieve bacteriën (Escherichia coli ), grampositieve bacteriën (Staphylococcus aureus en Staphylococcus epidermidis ), en pathogene gist (Candida albicans ) werd geëvalueerd door analyse van celmorfologie, beoordeling van cellevensvatbaarheid met behulp van de PrestoBlue-assay, analyse van celmembraanintegriteit met behulp van de lactaatdehydrogenase-assay en productie van reactieve zuurstofspecies. Vergeleken met Ag-NP's en GO, die veel worden gebruikt als antibacteriële middelen, vertoont ons nanocomposiet een veel hogere antimicrobiële efficiëntie ten opzichte van bacteriën en gistcellen.
Achtergrond
De ontwikkeling van antibiotica heeft een belangrijke rol gespeeld bij het beheersen van het aantal bacteriële infecties. Oneigenlijk gebruik en overmatig gebruik van antibiotica hebben echter geleid tot de ontwikkeling van multidrugresistentie bij veel bacteriesoorten. Sommige stammen zijn resistent geworden tegen vrijwel alle algemeen beschikbare middelen:bètalactams, tetracyclines en aminoglycosiden [1]. De belangrijkste resistente pathogenen zijn methicilline-resistente Staphylococcus aureus , vancomycine-resistente Enterococcus , en uitgebreid-spectrum β-lactamase-producerende Klebsiella pneumoniae en Escherichia coli [2, 3]. Bacteriën, met hun zeer grote populaties en snelle proliferatietijd, zijn in staat om snel mechanismen van antibioticaresistentie te ontwikkelen wanneer een subset van de bacteriepopulatie de behandeling met antibiotica overleeft. Bovendien zijn antibioticaresistente bacteriën in staat om kopieën van DNA die coderen voor een resistentiemechanisme over te dragen aan andere verre verwante bacteriën, die de resistentiegenen vervolgens kunnen doorgeven aan volgende generaties. De opkomst van antibioticaresistente bacteriën vormt dus een serieus probleem dat kan worden overwonnen door de ontwikkeling van nieuwe antimicrobiële middelen. Antibacteriële middelen zijn erg belangrijk in de textielindustrie, waterdesinfectie, medicijnen en voedselverpakkingen. Nanodeeltjes en nanomaterialen kunnen worden gebruikt als alternatief voor antibiotica [4]. Het mechanisme van antibacteriële activiteit van nanodeeltjes varieert tussen de verschillende soorten nanodeeltjes. Terwijl sommige voorgestelde mechanismen betrekking hebben op de fysiochemische structuur van de nanodeeltjes, hebben andere betrekking op de verhoogde afgifte van antibacteriële ionen van nanodeeltjesoppervlakken. Meerdere gelijktijdige werkingsmechanismen tegen microben zouden een verscheidenheid aan synchrone DNA-mutaties in dezelfde microbiële cel vereisen voor de ontwikkeling van resistentie; daarom is het moeilijk voor bacteriële cellen om resistent te worden tegen nanodeeltjes en nanomaterialen. Antimicrobiële nanomaterialen, zoals zilver, koper, fullerenen en enkelwandige koolstofnanobuizen, kunnen verschillende voordelen bieden vanwege hun unieke fysisch-chemische eigenschappen en grote oppervlakten [5,6,7,8]. De exacte mechanismen van toxiciteit van nanodeeltjes (NP) tegen verschillende bacteriën zijn niet volledig begrepen. Volgens het huidige onderzoek zijn de belangrijkste processen die ten grondslag liggen aan de antibacteriële effecten van NP's verstoring van het bacteriële celmembraan, metaalionafgifte, generatie van ROS, penetratie van het bacteriële celmembraan en inductie van intracellulaire antibacteriële effecten, waaronder interacties met DNA en eiwitten [9, 10]. NP's kunnen zich door elektrostatische interactie aan het membraan van bacteriën hechten en de integriteit van het bacteriële membraan verstoren. De positieve lading van het oppervlak van de NP's is essentieel voor de hechting. De positieve lading maakt elektrostatische toevoeging mogelijk tussen NP's en het negatief geladen celmembraan van de micro-organismen [11]. De elektrostatische verbinding tussen NP's met de zwavelhoudende eiwitten die aanwezig zijn op het oppervlak van bacteriële cellen veroorzaakt onomkeerbare veranderingen in de celwandstructuur, wat resulteert in schade aan celwand en membraan [12]. Het bacteriële membraan is cruciaal, ongeacht de metabolische status van de cel, omdat het selectieve permeabiliteit biedt voor cellulaire homeostase en metabolische energietransductie. De tweede antibacteriële en antischimmelactiviteit van NP's is te wijten aan hun vermogen om ROS en vrije radicalen te produceren [13]. Verhoogd niveau van ROS-geïnduceerde hyperoxidatie van lipiden, eiwitten en DNA [14].
Bovendien zijn de structuren van veel soorten NP's geschikt voor het dragen van antimicrobiële middelen [15, 16]. Dragers kunnen helpen de medicijnen te beschermen tegen resistentie door doelbacteriën. Een op nanodeeltjes gebaseerd medicijnafgiftesysteem kan helpen om antibiotica op een infectieplaats te richten en daardoor systemische bijwerkingen te minimaliseren. Andere voordelen zijn onder meer verbeterde oplosbaarheid van hydrofobe geneesmiddelen, verlengde systemische circulatietijd en halfwaardetijd van het geneesmiddel en aanhoudende afgifte van het geneesmiddel [4].
Onlangs is aangetoond dat grafeen, een nieuwe allotroop van koolstof, antibacteriële activiteit heeft. Grafeen is een materiaal gemaakt van koolstofatomen die aan elkaar zijn gebonden in een herhalend patroon van zeshoeken. Een uniek kenmerk van grafeenvlokken is de verhouding van de dikte tot het oppervlak. Het oppervlak van grafeen is bedekt met een elektronenwolk, die dit materiaal waarschijnlijk predisponeert om een elektronendonor te zijn en het de mogelijkheid geeft om speciale bindingen te maken. De randen van grafeen hebben andere bindingen (kenmerkend voor diamanten sp3-type bindingen), en deze plaatsen kunnen verschillende fysisch-chemische kenmerken hebben [17]. Deze kenmerken suggereren dat grafeen kan worden blootgesteld aan plastische hechting aan verschillende intercellulaire structuren, waaronder bacteriële cellen [18,19,20]. Bovendien kan grafeen, omdat het twee actieve zijden heeft (oppervlak en randen), biologische moleculen aan de randen hechten en aan het celoppervlak hechten. Een geoxideerde vorm van grafeen, grafeenoxide (GO), is door de aanwezigheid van de zuurstoffunctionaliteiten gemakkelijk dispergeerbaar in water en andere organische oplosmiddelen. De geoxygeneerde groepen maken de eenvoudige chemische functionalisering van GO-bladen mogelijk via covalente en niet-covalente interacties. De sterke antibacteriële activiteit van GO is gemeld. De antibacteriële activiteit van GO is toegeschreven aan membraanstress veroorzaakt door scherpe randen van grafeenoxide nanosheets, wat kan resulteren in fysieke schade aan celmembranen, wat leidt tot het verlies van bacteriële membraanintegriteit [21]. Onlangs zijn grafeen-gefunctionaliseerde antimicrobiële nanodeeltjes gebruikt als veelbelovende antibacteriële materialen [22, 23]. Nanocomposieten kunnen de beperkingen van de afzonderlijke componenten overwinnen. Antibacteriële nanomaterialen die aan het grafeensubstraat zijn gehecht, zijn bijvoorbeeld stabieler en goed verspreid [24]. Deze nanocomposieten kunnen metalen, metaaloxiden en polymeren bevatten.
Een van de meest veelbelovende methoden tegen geneesmiddelresistente bacteriën kunnen oppervlaktegemodificeerde materialen zijn met biocide nanodeeltjes. Ultrasone technologieën zijn bevestigd als een effectieve methode om verschillende materialen te coaten met antibacteriële en schimmeldodende stoffen [25,26,27,28]. Veel onderzoekers classificeren de ultrasone methode als een "groene technologie" [29, 30]. De methode is gebaseerd op het gebruik van cavitatieverschijnselen, namelijk de vorming, groei en ineenstorting van cavitatiebellen in het vloeibare medium [31, 32]. Imploderende bellen genereren in korte tijd enorme hoeveelheden energie in microregio's tot 5000 K en druk tot 2000 atm [33, 34]. Dientengevolge worden schokgolven en zogenaamde microjets gegenereerd die naar het vaste oppervlak zijn gericht [35]. Gelegen in een vloeibaar medium, worden NP's opgedreven door het implosie-effect en straalstromen met hoge snelheid (>-100 m/s) op het vaste oppervlak en vormen een laag [36]. Akoestische cavitatie kan ook leiden tot verandering in de fysieke eigenschappen van gesoniceerde objecten, bijvoorbeeld het vergroten of verkleinen van GO-vlokken [37, 38].
We hebben veelbelovende resultaten behaald in onze eerdere onderzoeken met Salmonella enterica en Listeria monocytogenes behandeld met ongerept grafeen, GO en gereduceerd GO [20]. Van de verschillende soorten grafeen bleek GO ook de hoogste antibacteriële activiteit te hebben bij een lage concentratie. Bacteriële cellen werden verdeeld over het gehele oppervlak van de GO. In deze studie veronderstelden we dat GO versierd met zilveren nanodeeltjes (GO-Ag) een sterkere toxische invloed op microbiële cellen zal hebben dan kale GO of zilveren nanodeeltjes (Ag-NP's). Omdat het twee actieve zijden heeft (oppervlak en randen), kan GO-oxide Ag-NP's aan de randen hechten en aan het celoppervlak hechten. De antibacteriële activiteit van op grafeen gebaseerde nanocomposieten kan te wijten zijn aan de verstoring van het celmembraan en oxidatieve stress. Het doel van deze studie was om de antimicrobiële activiteit te evalueren van op GO gebaseerde nanocomposieten versierd met Ag-NP's in vergelijking met kale GO en Ag-NP's met behulp van gramnegatieve bacteriën (Escherichia coli ), grampositieve bacteriën (Staphylococcus aureus en Staphylococcus epidermidis ), en pathogene gist (Candida albicans ) met behulp van een in vitro-model. Het onderzoek bestond uit structurele analyse van nanocomposieten met behulp van röntgendiffractie, Raman-spectroscopietransmissie, FT-IR, elektronenmicroscopie (TEM), scanning elektronenmicroscopie (SEM) en atoomkrachtmicroscopie (AFM), evaluatie van microbiële celmorfologie, beoordeling van levensvatbaarheid van de cellen door PrestoBlue™-assay, onderzoek naar de integriteit van celmembranen door lactaatdehydrogenase-assay (LDH) en beoordeling van de productie van reactieve zuurstofspecies (ROS).
Methoden
Synthese, modificatie en karakterisering van grafeenoxide
In deze studie werd een commercieel verkrijgbaar grafietpoeder (Acros Organics, New Jersey, VS) geoxideerd door de gemodificeerde Hummers-methode [39]. Tien gram grafietpoeder werd gemengd met 230 ml geconcentreerd zwavelzuur (98%) beneden 10°C. Vervolgens werden 4,7 g natriumnitraat en 30 g kaliumpermanganaat geleidelijk aan het mengsel van zwavelzuur en grafiet toegevoegd terwijl de temperatuur onder 10 °C werd gehouden. Vervolgens werd het mengsel tot 30°C verwarmd en 2 uur geroerd. In de volgende stap werd 100 ml water toegevoegd en de temperatuur van het mengsel bereikte ~-100 °C. Ten slotte werd het mengsel behandeld met 10 ml waterstofperoxide. Voor zuivering werd de slurry gefiltreerd en gewassen met gedeïoniseerd water totdat de pH van het filtraat 6,5 bereikte.
Röntgendiffractiepatronen van GO werden verzameld bij kamertemperatuur binnen het bereik van 2 theta-hoek van 10° tot 100° met de stap van 0,02° met behulp van de röntgenpoederdiffractometer (CuK α1 ) (X’Pert PRO, PANalytical, Almelo, Nederland).
De analyse van het koolstof-, waterstof-, stikstof- en zwavelgehalte in GO werd uitgevoerd met behulp van het Vario EL III-apparaat geproduceerd door Elementar Analysensysteme GmbH (Langenselbold, Duitsland). Voorafgaand aan het uitvoeren van metingen van chemische analyses van GO, werden de monsters onderworpen aan 24-uurs desorptie in een desorptiestation (VcPrep 061, Micromeritics, Norcross, GA, VS) onder vacuüm (0,05 mbar) bij 50 ° C. Het zuurstofgehalte werd berekend door het bepaalde gehalte aan koolstof, waterstof, stikstof en zwavel af te trekken van 100% gewicht.
Raman-spectroscopie werd uitgevoerd met behulp van een inVia Raman-microscoop (Renishaw, VK). Grafeenoxide werd geanalyseerd met de 514 nm lasergolflengte met 5% van zijn aanvankelijke vermogen. De spectra werden verzameld op vijf verschillende plekken op het monster. De belichtingstijd was 10 s en er werden twee scans verzameld.
FT-IR-metingen werden uitgevoerd met behulp van Nicolet iS10-spectrometer (Thermo Fisher Scientific, VS) in verzwakte totale reflectiemodus op een diamantkristal. Vijf microliter grafeenoxide-watersuspensie werd op het oppervlak van het diamantkristal gedruppeld en men liet het drogen. Nadat het was gedroogd, werd het spectrum verzameld in het bereik van 400–4000 cm −1 .
De gemiddelde deeltjesgrootte en zeta-potentiaalmetingen werden uitgevoerd met behulp van Zetasizer Nano-ZS ZEN 3600 geproduceerd door Malvern Instruments Ltd. (Malvern, VK) met behulp van respectievelijk de dynamische lichtverstrooiing (DLS)-modus en laser Doppler-elektroforese bij kamertemperatuur (23 ° C).
TEM/SEM/AFM-analyse van nanomaterialen
De morfologie van poeders en folies werd bepaald met behulp van de transmissie-elektronenmicroscoop (TEM; JEM-1220 JEOL, Tokyo, Japan, versnellingsspanning van 80 kV) en scanning elektronenmicroscoop (SEM; Zeiss, Ultra Plus, Oberkochen, Duitsland). Monsters voor TEM-waarnemingen werden bereid door druppeltjes hydrocolloïden op TEM-roosters te plaatsen (Formvar op 3 mm 200 Mesh Cu Grids, Agar Scientific, Stansted, VK). Onmiddellijk nadat de druppeltjes aan de lucht waren gedroogd, werden de roosters in de microscoop gestoken.
Voor SEM-analyse werden monsters gecoat met een dunne koolstoflaag met behulp van de sputtercoater (SCD 005/CEA 035, BAL-TEC, Pfäffikon, Zwitserland). Er werd een interne laboratoriummeetprocedure toegepast (P5.10, editie 6 van 26.08.2015).
AFM-beeldvorming (atomic force microscopy) werd uitgevoerd met behulp van Asylum Research MFP3D Bio-software (versie:Asylum Research MFP3D 15.106.09). Oppervlaktetopografische beeldvorming en detectie van GO op de geteste folieoppervlakken werden uitgevoerd met behulp van twee beeldvormingsmodi, AC-modus voor fasecontrastbeeldvorming en laterale krachtmicroscopie (LFM) voor GO-detectie, aangezien GO wrijvingskrachten vermindert [40].
Voorbereiding van polyurethaanfolies gecoat met GO en Ag-NP's
Voor het afdekken van polyurethaanfolies werden suspensies van Ag-NP's (HydroSilver1000, Amepox, Łódź, Polen) en GO gebruikt. Suspensies van GO, Ag-NP's en GO-Ag (GO (200 μg/ml), Ag-NP's (100 g/ml), GO (200 μg/ml) + Ag-NP's (100 μg/ml)) waren bereid in gedeïoniseerd water (geleiding 0,09 S/cm, deïonizer:HLP 20UV, Hydrolab, Staszyn, Polen). De suspensies werden gebruikt zonder extra zuivering en filtratie.
Ultrasoon coaten van polyurethaanfolies (15 × 15 × 0.05 mm) vond plaats in een glazen kolf met een inhoud van 50 ml. Foliemonsters werden vastgemaakt op een standaard (Teflon) en vervolgens ondergedompeld in de bereide suspensies. Het coatingproces werd uitgevoerd met behulp van een ultrasone hoorn (Ti-hoorn, Ø13 mm, 60% efficiëntie, 20 kHz, Sonics &Materials, Inc., Newtown, CT, VS) die haaks op de foliemonsters in de suspensie werd geplaatst. De procestemperatuur was 30 ± 1°C. De afgedekte monsters werden gespoeld in gedeïoniseerd water en gedroogd in een laminaire kamer en vervolgens verpakt in steriele verpakkingen.
Oppervlaktevrije energie
Bevochtigbaarheidstesten werden uitgevoerd met behulp van de Data Physics OCA – 20 goniometer (DataPhysics Instruments GmbH, Filderstadt, Duitsland). Oppervlaktevrije energie (SFE) werd berekend met behulp van de Owens, Wendt, Rabel en Kaelble (OWRK)-methode met behulp van twee testvloeistoffen:gedeïoniseerd water en di-joodmethaan [41].
Kweek en voorbereiding van bacteriën en gist
Staphylococcus aureus (ATCC 25923) en Staphylococcus epidermidis (ATCC 14990), Escherichia coli (ATCC 25922) en Candida albicans (90028) werden verkregen van LGC Standards (Lomianki, Polen). De stammen werden bewaard als sporensuspensies in 20% (v /v ) glycerol bij -20 ° C. Voorafgaand aan hun gebruik in experimenten werden de stammen ontdooid en werd de glycerol verwijderd door de bacteriecellen te wassen met gedestilleerd water. De bacteriën en gist werden vervolgens gekweekt op de volgende voedingsmedia:tryptische soja-agar voor S . aureus en E . coli , hersenhartagar voor S . epidermidis , en Sabouraud's agar voor C . albicans (Merck Millipore, Darmstadt, Duitsland). De op agarplaten gekweekte bacteriën en gist werden geoogst door de platen voorzichtig te wassen met steriele gedestilleerde zoutoplossing. Om het aantal bacteriën in de celsuspensie te berekenen, moet de optische dichtheid van de suspensies bij 600 nm (OD600 ) werd gemeten met behulp van een spectrofotometer (Helios Epsilon, Unicam, Milwaukee, WI, VS). Kalibratiecurven voor elk van de micro-organismen werden opgesteld door seriële tienvoudige verdunningen uit te voeren (tot 10 − 5 ) van bacteriële en gistsuspensies met bekende optische dichtheid. Eén milliliter van elke verdunning werd uitgespreid op petrischalen die het voedingsmedium bevatten. Na 24 uur incubatie bij 37 ° C werd het aantal kolonies gevormd op de petrischalen geteld. Op basis van de resultaten van de tellingen (uitgevoerd in drievoud), werd de dichtheid van de oorspronkelijke bacteriesuspensie in kolonievormende eenheden (KVE)/ml berekend.
Antimicrobiële test
Het entmateriaal voor de antibacteriële test werd bereid uit actief groeiende organismen (logaritmische fase). De inoculums van alle micro-organismen werden bereid uit een nachtcultuur die aëroob werd gekweekt in Mueller-Hinton (MH) -bouillon bij 37 ° C. De bacterie- en gistconcentratie werd bepaald door de optische dichtheid te meten bij 600 nm (OD600 ). In het kort werden bacterie- en gistsuspensies bereid uit overnachtculturen en aangepast tot 10 6 KVE/ml. Het inoculum werd gelijkmatig geënt op het oppervlak van MH-agar in petrischalen door middel van uitstrijken. Steriele folies bedekt met GO, Ag-NP's en GO-Ag werden op het agar-oppervlak afgezet. Als controlegroep werden folies zonder nanodeeltjes gebruikt. De groei van bacteriën en gisten onder de folies werd gemeten na 24 uur incubatie bij 37 °C.
Levensvatbaarheidstest
De levensvatbaarheid van de cellen werd geëvalueerd met behulp van de PrestoBlueTM Cell Viability Assay (Life Technologies, Taastrup, Denemarken). PrestoBlue™-reagens wordt snel gereduceerd door metabolisch actieve cellen, wat een kwantitatieve maatstaf voor levensvatbaarheid en cytotoxiciteit oplevert. Bacteriële en gistcellen werden gekweekt op folies bedekt met GO, Ag-NP's en GO-Ag op inserts die in platen met 6 putjes waren ingebracht (200 μL MH-bouillon met 5 × 10 3 cellen per folie) en 24 uur geïncubeerd. In de volgende stap werd 90 L van elk monster overgebracht naar platen met 96 putjes en werd 10 μL PrestoBlue™-reagens aan elk putje toegevoegd en nog 2 uur bij 37 °C geïncubeerd. De optische dichtheid van elk putje werd geregistreerd bij 570 nm op een enzymgekoppelde immunosorbentassay (ELISA) -lezer (Infinite M200, Tecan, Durham, NC, VS). De levensvatbaarheid van de cellen werd uitgedrukt als het percentage (ODtest − ODleeg )/(ODcontrole − ODleeg )×100%, waarbij ODtest is de optische dichtheid van cellen die zijn blootgesteld aan geteste folies, ODcontrole is de optische dichtheid van het controlemonster, en ODleeg is de optische dichtheid van putjes zonder bacteriële en gistcellen.
Membraanintegriteit
Een LDH-test (In Vitro Toxicology Assay Kit, op melkzuurdehydrogenase gebaseerd, Sigma-Aldrich, Hamburg, Duitsland) werd gebruikt om de integriteit van het celmembraan te evalueren. De resulterende verminderde NAD (NADH + ) werd gebruikt bij de stoichiometrische omzetting van een tetrazoliumkleurstof. Wanneer celvrije aliquots van het medium uit kweken werden getest, kon de hoeveelheid LDH-activiteit worden gebruikt als een indicator van membraanintegriteit. Als het membraan beschadigd was, kwamen intracellulaire LDH-moleculen vrij in het kweekmedium. Bacteriële en gistcellen werden gekweekt op folies (GO, Ag-NP's en GO-Ag) op inserts die in platen met 6 putjes waren ingebracht (200 μL MH-bouillon met 5 × 10 3 cellen per folie) en 24 uur geïncubeerd. Cellen gekweekt op folie zonder nanodeeltjes werden als controle gebruikt. Na deze tijd werden de monsters overgebracht naar microcentrifugebuizen en gedurende 5 minuten bij 1200 tpm gecentrifugeerd. Honderd microliter supernatant werd overgebracht naar platen met 96 putjes en 100 μL van het LDH-assaymengsel werd aan elk putje toegevoegd. De plaat werd afgedekt en gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur geïncubeerd. De optische dichtheid van elk putje werd geregistreerd bij 450 nm op een ELISA-lezer (Infinite M200, Tecan, Männedorf, Zwitserland). LDH-lekkage werd uitgedrukt als het percentage {(ODtest − ODleeg ) − (ODcontrole − ODleeg )/(ODcontrole − ODleeg )}×100%, waarbij ODtest is de optische dichtheid van cellen die zijn blootgesteld aan geteste folies, ODcontrole is de optische dichtheid van het controlemonster, en ODleeg is de optische dichtheid van putjes zonder cellen.
SEM-analyse van micro-organismen
Voorafgaand aan SEM-analyse werden monsters van bacteriën en gist bereid die op folies waren geïncubeerd met GO-Ag en onbehandelde bacteriën. Kortom, een druppel bacterie- en gistcultuur (10 6 CFU / ml) werd geïncubeerd op folies met GO-Ag-nanocomposiet, of onbehandelde bacteriën werden op het oppervlak van een steriel dekglas afgezet en gedurende 24 uur bij 37 ° C in een lege petrischaal geïncubeerd. Alle monsters werden gedroogd en bedekt met goud. Ten slotte werden de monsters afgebeeld met SEM (FEI Quanta 200, Tokyo, Japan) bij een versnellingsspanning van 15 kV.
ROS-productie
ROS-productie werd geëvalueerd met behulp van DCFDA, Cellular Reactive Oxygen Species Detection Assay Kit (Abcam, Cambridge, VK). DCFDA gebruikt het celdoorlatende reagens 2′,7′–dichloorfluoresceïnediacetaat, een fluorogene kleurstof die hydroxyl-, peroxyl- en andere ROS-activiteiten in de cel meet. Na diffusie in de cel wordt DCFDA gedeacetyleerd door cellulaire esterasen tot een niet-fluorescerende verbinding, die later door ROS wordt geoxideerd tot 2′,7′-dichloorfluoresceïne (DCF). Bacteriële en gistcellen werden gekweekt op folies (GO, Ag-NP's en GO-Ag) op inserts die in platen met 6 putjes waren ingebracht (200 μL MH-bouillon met 5 × 10 3 cellen per folie) en 24 uur geïncubeerd. Cellen gekweekt op folie zonder nanodeeltjes werden als controle gebruikt. Na deze tijd werden de monsters overgebracht naar microcentrifugebuizen en gedurende 5 minuten bij 1200 tpm gecentrifugeerd. Honderd microliter supernatant werd overgebracht naar platen met 96 putjes en 100 μL verdunde DCFDA werd aan elk putje toegevoegd en nog eens 45 minuten bij 37 ° C in het donker geïncubeerd. De DCF-productie werd gemeten met fluorescentiespectroscopie met een excitatiegolflengte bij 485 nm en een emissiegolflengte bij 535 nm op een ELISA-lezer (Infinite M200, Tecan, Durham, NC, VS).
Resultaten
Kenmerken van GO en Ag-NP's
De chemische analyse onthulde de aanwezigheid van stikstof, koolstof, zwavel, waterstof en zuurstof (tabel 1).
De fase-analyse van het GO-monster (Fig. 1) onthulde de aanwezigheid van onzuiverheden afkomstig van sporen van grafiet, natriumnitraat en waarschijnlijk een gereduceerde vorm van grafeenoxide.
Röntgendiffractiepatronen van GO-poeders. De fase-analyse van het GO-monster onthulde de aanwezigheid van onzuiverheden afkomstig van sporen van grafiet, natriumnitraat en waarschijnlijk een gereduceerde vorm van grafeenoxide
Raman-spectroscopie kan informatie geven over de structurele kenmerken van grafeenoxide. De D-band wordt toegeschreven aan de structurele stoornis, terwijl de G-band afkomstig is van het uitrekken van de binding van koolstof sp 2 atomen [42]. De extra banden (inclusief D′, 2D en D + G) komen voort uit de defecten die aanwezig zijn in de grafietstructuur van het koolstofmateriaal. Ik D /Ik G verhouding (berekend uit de intensiteit van D- en G-banden) kan worden gebruikt om de wanorde van de grafietstructuur in koolstofmaterialen te karakteriseren. Zoals te zien is in figuur 2, heeft GO een zeer ongeordende structuur vanwege de vele functionele groepen in de structuur die worden gevormd tijdens oxidatie van grafietpoeder. De positie van de D-band is 1351 cm −1 en de G-band 1590 cm −1 ; de ik D /Ik G verhouding is 1,15.
Raman-spectrum van grafeenoxide met voorgestelde deconvolutie van de D-, G-, D′-, 2D- en D + G-banden. GO heeft een zeer ongeordende structuur vanwege de vele functionele groepen in de structuur die worden gevormd tijdens oxidatie van grafietpoeder. De positie van de D-band is 1351 cm −1 en de G-band 1590 cm −1 ; de ik D /Ik G verhouding is 1,15
Het FT-IR-spectrum van grafeenoxide verzameld in de ATR-modus onthulde dat GO veel functionele groepen in de structuur heeft. De meest opvallende piek is te zien bij ~ 3500 cm −1 , die voornamelijk wordt toegewezen aan water- en hydroxylgroepen (Fig. 3). Een zeer intensieve piek rond de 1080 cm −1 kan ook worden toegeschreven aan hydroxylgroepen. De piek rond 1600 cm −1 wordt meestal toegewezen aan C =C-bindingen die aanwezig zijn in grafietkoolstof. Onze eerdere XPS-onderzoeken laten echter zien dat er een paar C=C-bindingen zijn in grafeenoxide [43]; daarom schrijven we deze piek toe aan voornamelijk water dat nog steeds aanwezig is in het grafeenoxide. Andere pieken die zijn waargenomen in het FT-IR-spectrum laten zien dat GO rijk is aan groepen die C=O-bindingen bevatten (voornamelijk carboxylgroepen), piek rond 1720 cm −1 , epoxy (C–O–C) met de zichtbare piek rond 1200 cm −1 , en C–H-bindingen (piek rond 2800 cm −1 ). De FT-IR-analyse komt goed overeen met XPS-metingen die zijn uitgevoerd voor grafeenoxide waarbij ook hydroxyl-, carboxyl-, epoxy- en carbonylgroepen werden geïdentificeerd [44]. GO en GO na een ultrasone homogenisatie van 10 minuten werden vergeleken (Fig. 4 en 5), en op dezelfde manier werden Ag-NP's met Ag-NP's na een ultrasone homogenisatie van 10 minuten (Fig. 4 en 6) vergeleken. Om veranderingen in de morfologie van de verbinding te voorkomen, werden alle verbindingen snel afgekoeld met vloeibare stikstof en gedroogd in een vriesdroger. Figuur 5a, b toont GO-vlokken, terwijl figuur 5c, d de effecten toont van ultrageluid op GO-vlokken, die gedeeltelijk vouwen en fragmenteren. Figuur 6 toont ook een soortgelijk effect voor Ag-NP's, waar een verandering in materiaalmorfologie zichtbaar is. Figuur 6a, b toont gedroogde poly(vinylalcohol), die werd gebruikt voor het stabiliseren van de watersuspensie van Ag-NP's. Het destructieve effect van ultrasone homogenisatie was opmerkelijk omdat de polyvinylalcoholstructuur werd afgebroken in lange heterogene delen met kleine bolvormige openingen (Fig. 6c, d).
FT-IR (ATR, verzwakte totale reflectie) spectrum van grafeenoxide met voorgestelde toewijzing van functionele groepen aanwezig in GO. De meest opvallende pieken werden waargenomen bij ~ 3500 cm −1 , (toegeschreven aan water- en hydroxylgroepen), ~ 1080 cm −1 (hydroxylgroepen), ~ 1600 cm −1 (toegekend aan C =C-bindingen die aanwezig zijn in grafietkoolstof). Andere pieken die zijn waargenomen in het FT-IR-spectrum laten zien dat GO rijk is aan groepen die C=O bevatten (voornamelijk carboxylgroepen), piek rond 1720 cm −1 , epoxy (C–O–C) met de zichtbare piek rond 1200 cm −1 , en C–H-bindingen (piek rond 2800 cm −1 )
TEM-beelden van geagglomereerde GO-vlokken (a ), GO-vlokken na ultrasone behandeling (b ), geagglomereerde Ag-NP's (c ), Ag-NP's na ultrasone behandeling (d ), en GO-Ag (e , v ). De afname van de gemiddelde GO-deeltjesgrootte na ultrasone behandeling werd veroorzaakt door defragmentatie of vouwing van de GO-vlokken. De afname van de gemiddelde Ag-grootte na ultrasone behandeling werd veroorzaakt door defragmentatie van Ag-agglomeraten. Opmerking:pijlen wijzen naar Ag-NP's/agglomeraten
Vergelijking van morfologie van gevriesdroogde GO-vlokken (a , b ) en GO-vlokken na ultrasone behandeling (c , d ) met behulp van scanning elektronenmicroscopie. De afname van de gemiddelde GO-deeltjesgrootte na ultrasone behandeling werd veroorzaakt door defragmentatie of vouwing van de GO-vlokken
Vergelijking van morfologie van gevriesdroogd Ag-NP-mengsel (a , b ) en Ag-NP mengsel na ultrasone behandeling (c , d ) met behulp van scanning elektronenmicroscopie
Gemiddelde grootte en zeta-potentieel
De resultaten van de gemiddelde deeltjes-/agglomeraatgrootte in watersuspensies worden weergegeven in Tabel 2. Analyses van gemiddelde grootte werden uitgevoerd voor geconcentreerde suspensies die niet werden onderworpen aan ultrasone homogenisatie (zoals ontvangen) en voor verdunde suspensies. Verdunde suspensies vóór de test werden onderworpen aan ultrasone homogenisatie, met homogenisatieparameters identiek aan die gebruikt tijdens de ultrasone coating van de folie met nanomateriaallagen (Ag-NP's, GO). Voor Ag-NP-suspensie veroorzaakte de werking van de ultrageluiden een toename van de gemiddelde deeltjesgrootte van 80 naar 218 nm. De belangrijkste oorzaak van de toename van de gemiddelde deeltjesgrootte na ultrasone homogenisatie in de suspensie (afgezien van het proces van Ag-NP-agglomeratie) was dat Ag-NP's in de poly(vinylalcohol) werden gedreven die werd gebruikt voor suspensiestabilisatie. The large standard deviation of the Ag-NP sample homogenized by ultrasound resulted from the presence of both loose Ag-NPs and Ag-NPs driven into the poly(vinyl alcohol) in the suspension. In the case of GO suspension, the average particle size of the sample subject to ultrasonic homogenization was 263 nm and was ca 7.7 times smaller than the average particle size of the sample that was not subject to homogenization. The obtained results are convergent with the SEM tests (Fig. 5), which show the destructive effect of ultrasounds on GO flakes. The decrease of the average GO particle size was caused by defragmentation or folding of the GO flakes. However, it should be emphasized that the results of the average particle size of GO suspension samples involve an error related to the nanomaterial shape. The results obtained by the DLS method are a hydrodynamic average that is calculated based on the shape of a sphere that has the same diffusion coefficient as the measured particles; however, the shape of GO was flakes, which was confirmed by SEM images.
Test results of the zeta potential analysis of samples are provided in Table 3. The zeta potential of Ag-NPs in a water suspension was merely − 5.9 mV, which resulted in a lack of electrostatic stability of the sample. The sample of Ag-NP suspension was stabilized sterically by preserving Ag-NP distances through poly(vinyl alcohol) addition, which prevented agglomeration/aggregation of Ag-NPs. The zeta potential of the GO suspension sample, in turn, was − 41 mV, which gave a moderate electrostatic stability to the sample. A moderate electrostatic stability of a sample is characterized by slow sedimentation with virtually negligible change of particle size in the period of declared fitness of the suspension. The zeta potential result of the mixture of Ag-NPs and GO was − 7.1 mV, which potentially means that during the action of the ultrasounds, the GO flakes were coated by poly(vinyl alcohol) and Ag-NPs. The obtained zeta potential result of the mixture of Ag-NPs and GO sample in the water suspension implied that electrostatic stability was not present.
Foil Characteristics
In order to determine the morphology of the created layers, four types of foil samples were compared (Fig. 7):pure polyurethane foil (A, B), GO-coated polyurethane foil (C, D), Ag-NP-coated polyurethane foil (E, F), and GO-Ag mixture-coated polyurethane foil (G, H).
Scanning electron microscopy images of a , b non-coated polyurethane foil with a smooth surface with single impurities; c , d foil coated with GO, the broken-down GO flakes deposited on the polyurethane foil surface; e , v foil coated with Ag-NPs on which grid structures composed of polyvinyl alcohol and Ag-NPs are observed; and g , u foil coated with GO-Ag, which was mixed under the influence of ultrasounds and deposited on the foil surface
Figure 7a, b shows an uncoated polyurethane foil with a smooth surface with single impurities. In Fig. 4c, d, the broken-down GO flakes deposited on the polyurethane foil surface are noticeable. Figure 7e, f shows the foil surface coated with Ag-NPs on which grid structures composed of polyvinyl alcohol and Ag-NPs are observable. Figure 7g, h presents a mixture of GO-Ag composition, which was mixed under the influence of ultrasounds and deposited on the foil surface.
AFM Analysis and Surface Free Energy
AFM and LFM were used to complement the information about the surface morphology investigated by SEM. The investigation confirmed evolution of surface morphology by sonication of the polyvinyl alcohol with Ag-NP, GO, and GO-Ag NP solutions on the foils. Pure polyurethane foil was used as a reference foil in relation to foils coated by the ultrasonic method. The images in Fig. 8 are the AFM phase contrast images made in AC; additionally, cross sections of the GO flakes are attached under the corresponding images. Figure 8a is an image of pure polyurethane film; Fig. 7b depicts the Ag-NP-coated film, where characteristic and homogeneous grid structures are observable, being similar to those in Fig. 8e, f. Figure 8c, d shows GO-Ag-NP-coated film. Figure 8e shows the surface of the foil almost entirely covered with GO flakes; the phase contrast image helps to observe these two phases, the darker area is GO and the lighter area is polymer foil. It was noticed that the morphology of the foils has changed after Ag-NP coating comparing to the not-coated foils. The GO-Ag-NP coating differs from the previous one because it contains also small amounts of GO flakes seen as small black spots on the image, as it was mentioned earlier. Figure 8f depicts magnification of one GO flake made in LFM. The reduced friction confirms that it is, in fact, a GO flake.
AFM phase contrast images and cross sections topographic images of graphene flakes:a non-coated foil polyurethane foil; b Ag-NPs coated foil where characteristic and homogeneous grid structures are observed; c , d GO-Ag-coated foil; e GO-coated foil, the surface of the foil almost entirely covered with GO flakes; the phase contrast image helps to observe these two phases, the darker area is GO and the lighter area is polymer foil; v LFM image of graphene flake. Red marks, area of cross section
The polar component for the GO-coated foil increased in relation to pure foil, from 2.3 ± 0.6 to 68.9 ± 2.8 mJ/m 2 , while the dispersion component decreased from 34.4 ± 1.3 to 8.2 ± 1.2 mJ/m 2 . SFE increased from 36.7 ± 1.4 to 77.0 ± 3.4 mJ/m 2 . A similar effect was not observed on foil surfaces coated with Ag-NPs and GO-Ag mixture. SFE of foil samples coated with Ag-NPs and GO-Ag mixture does not differ statistically (Table 4).
Antibacterial Properties
The antibacterial activity of the different foils coated with GO, Ag-NPs, and GO-Ag were tested with E . coli , S . aureus , S . epidermidis , en C . albicans. Results showed that after co-incubation with bacteria at 37 °C for 24 h, foils inhibited the growth of all tested microorganisms but to various degrees. The maximum antibacterial effect against all tested microorganisms was with foil coated with the GO-Ag nanocomposite. The bacterial growth of the cells treated with foils coated with GO and Ag-NPs was slightly lower than that of cells in the control group whereas the growth of bacterial cells treated with foils coated with GO-Ag was greatly inhibited, 88.6% of E . coli , 79.6% of S . aureus , 76.5% of S . epidermidis , and 77.5% of C . albicans (Figs. 9, 10, and 11).
Antimicrobial properties of GO-Ag coated foils. The growth of E . coli (b , c ), S . aureus (c , d ), S . epidermidis (e , v ), and C . albicans (g –i ) colonies is reduced after co-incubation with GO-Ag-coated foils at 37 °C for 24 h. een Representative agar plate with GO-Ag-coated foils. Notes:Black arrows point to GO-Ag coated foils; arrowheads point to colonies of microorganisms
Morphology of microorganisms after co-incubation with GO-Ag-coated foils. Scanning electron microscopy images of bacteria and yeast in the control foils (a , c , e , g ) and foils coated with GO-Ag (b , d , v , u ) after incubation at 37 °C for 24 h. E . coli (een , b ), S . aureus (c , d ), S . epidermidis (e , v ), and C . albicans (g , u ) show decreased growth and deformed morphology after co-incubation with GO-Ag-coated foils
Foils coated with nanomaterials decrease E . coli , S . aureus , S . epidermidis , en C . albicans viability. Viability of bacteria and yeast after incubation on foils coated with Ag-NPs, GO, and GO-Ag at 37 °C for 24 h was assessed with Presto Blue assay. C control group (foil without nanoparticles), Ag foil coated with silver nanoparticles, GO foil coated with graphene oxide, GO-Ag foil coated with composite of graphene oxide and silver nanoparticles. Note:The columns with different letters (a–d) indicate significant differences between the concentrations (P = 0.001); error bars are standard deviations
Membrane Integrity
In cases where the cell membrane is damaged, intracellular LDH molecules could be released into the culture medium. The LDH level outside the cells demonstrates the cell membrane integrity. Foils coated with GO, Ag-NPs, and GO-Ag disrupted cell membrane functionality and integrity with significant differences between control groups and the Ag-NPs and GO-Ag groups (Fig. 12). The highest disruption of cell membranes was observed in the GO-Ag groups, 66.3% of E . coli , 59.4% of S . aureus , 54.8% of S . epidermidis , and 48.5% of C . albicans .
Foils coated with nanomaterials decreased E . coli , S . aureus , S . epidermidis , en C . albicans membrane integrity. Membrane integrity of bacteria and yeast after incubation on foils coated with Ag-NPs, GO, and GO-Ag at 37 °C for 24 h was assessed with LDH assay. C control group (foil without nanoparticles), Ag foil coated with silver nanoparticles, GO foil coated with graphene oxide, GO-Ag foil coated with composite of graphene oxide and silver nanoparticles. Note:The columns with different letters (a–c) indicate significant differences between the concentrations (P = 0.000); error bars are standard deviations
ROS Production
Low levels (or optimum levels) of ROS play an important role in signaling pathways. However, when ROS production increases and overwhelms the cellular antioxidant capacity, it can induce macromolecular damage (by reacting with DNA, proteins, and lipids) and disrupt thiol redox circuits. Foils coated with Ag-NPs and GO-Ag (P < 0.05) increased the ROS production of all tested microorganisms compared to the control group. Foils coated with GO only increased the ROS production of C . albicans . The highest ROS production was observed in the GO-Ag group (Fig. 13).
Effect of foils coated with nanomaterials on the production of reactive oxygen species. E . coli , S . aureus , S . epidermidis , en C . albicans were cultured on foils coated with Ag-NPs, GO, and GO-Ag at 37 °C for 24 h. Production of reactive oxygen species was assessed with DCFDA, Cellular Reactive Oxygen Species Detection Assay Kit. C control group (foil without nanoparticles), Ag foil coated with silver nanoparticles, GO foil coated with graphene oxide, GO-Ag foil coated with composite of graphene oxide and silver nanoparticles. Note:The columns with different letters (a–d) indicate significant differences between the concentrations (P = 0.000); error bars are standard deviations
Discussie
The discovery of antibiotics, natural products produced by microorganisms that are able to prevent the growth of bacteria and thus cure infectious diseases, revolutionized medical therapy; however, the overuse and misuse of antibiotics have been key factors contributing to antibiotic resistance. Now, the era of antibiotics is coming to an end, and new antibacterial agents are needed. In recent years, studies have reported nanoparticles as a promising alternative to antibacterial reagents because of their antibacterial activity in several biomedical applications [19, 45]. Nanoparticles can be an effective way to control many pathogenic and antibiotic-resistant microorganisms. Among many metal nanoparticles, Ag-NPs have been intensely studied because of the distinct properties of their antibacterial activity [7]. Ag-NPs have been proved effective against over 650 microorganisms including bacteria (both gram-positive and negative), fungi, and viruses; however, the precise mechanism of antimicrobial action is not understood completely [46]. Ag-NP exposure to microorganisms could cause adhesion of nanoparticles to the peptidoglycan and the cell membrane [47], penetration inside the cell [48], induction of ROS [49], and damaging of intracellular structures [50]. However, bare Ag-NPs aggregate when they come into contact with bacteria; thus, they lose their active surface area and show weaker antibacterial activity [51]. To overcome this problem, nanocomposites composed of graphenic materials and Ag-NPs or other metal nanoparticles could be fabricated. GO with oxygen-containing functional groups is water soluble and therefore more biocompatible than pristine graphene. As a result, Ag-based GO nanocomposites may be used as antibacterial agents. However, the information about antimicrobial properties of graphene-based composites is limited, and mechanisms of toxicity or lack of toxicity are not fully explained.
The aim of this work was to study the action of graphene oxide-based nanocomposites decorated with Ag nanoparticles on S . aureus , S . epidermidis , E . coli , en C . albicans growth; membrane integrity; and ROS production. After co-incubation with the bacterial and yeast cells for 24 h, foils coated with GO-Ag nanocomposite inhibited the growth of all tested microorganisms with varying degrees, 88.6% of E . coli , 79.6% of S . aureus , 76.5% of S . epidermidis , and 77.5% of C . albicans . This action is most probably due to an increase in cell membrane and wall penetration by the nanoparticles. Some researchers suggest that the antimicrobial activity of graphene-based nanocomposites may be due to the disruption of cell membrane integrity and oxidative stress [52].
Foils coated with GO, Ag-NPs, and GO-Ag disrupted cell membrane functionality and integrity with significant differences between the control group and the Ag-NPs and GO-Ag groups. The highest disruption of cell membranes was observed in the GO-Ag groups, 66.3% of E . coli , 59.4% of S . aureus , 54.8% of S . epidermidis , and 48.5% of C . albicans . However, foils coated with bare Ag-NPs also disrupted cell membranes. It has been proposed that Ag-NPs are able to interact with bacterial membranes by increasing permeability and changing the structure of membranes, which finally leads to cell death [50]. Ag-NPs can cause direct damage to the bacterial cell membrane. Bacteria may be killed by the combined bactericidal effects of the released Ag + ions and Ag nanoparticles. Additionally, the antimicrobial potential of Ag-NPs is also influenced by the thickness of the cell wall of the microorganisms [53]. The wall of gram-positive cells contains a thick layer (20–80 nm) of peptidoglycan, which is attached to teichoic acids. In gram-negative bacteria, the cell wall comprises a thin (7–8 nm) peptidoglycan layer and contains an outer membrane. The thicker peptidoglycan layer in gram-positive bacteria, such as S . aureus en S . epidermidis , may explain why these bacteria are more resistant to the antibacterial effects of GO-Ag.
Many studies have sought to establish a mechanism of action of antibacterial activity exhibited by silver in both its colloidal and ionic form. A disruption of membrane functionality from an interaction between released Ag + ions and the cell membrane and extensive cell membrane damage caused by the formation of ROS ultimately causes damage to the cell due to oxidative stress. Additionally, Ag + ions could cause dysfunction of the respiratory electron transport chain by uncoupling it from oxidative phosphorylation by inhibiting respiratory chain enzymes [54]. Foils coated with Ag-NPs and GO-Ag increased the ROS production of all tested microorganisms compared to the control group. The biological targets are DNA, RNA, proteins, and lipids. Lipids are one major target during oxidative stress. Free radicals can directly attack polyunsaturated fatty acids in bacterial and yeast membranes and activate peroxidation of lipids. A fundamental effect of lipid peroxidation is a decrease in membrane fluidity, which can significantly disrupt membrane-bound proteins. DNA is also a main target. Mechanisms of DNA damage involve abstractions and addition reactions by free radicals leading to carbon-centered sugar radicals and OH- or H-adduct radicals of heterocyclic bases. The sugar moieties producing single- and double-strand breaks in the backbone, adducts of base and sugar groups, and cross-links to other molecules can block replication. Foils coated with GO increased the ROS production at very low levels. However, Hu et al. [55] demonstrated that GO had a detrimental effect on E . coli due to decreased production of ATP and increased ROS production. Zhao et al. [56] reported the antibacterial activity of GO and reduced GO. Also, Gurunathan et al. [57] presented that GO and reduced GO showed significant antibacterial activity in a concentration- and time-dependent manner. Their results demonstrated that oxidative stress is a key mechanism for the antibacterial activity of GO and reduced GO through ROS generation. Nanda et al. [53] reported the effect of cystamine-conjugated GO against E . coli , S . typhimurium , E . faecalis , and B . subtilis with ROS production and high antibacterial activity.
Kurantowicz et al. [20] confirmed that bacteria could adhere to the GO surface, which results in the highest antibacterial activity. GO is characterized by a high degree of oxygenated functional groups:carbonyl, carboxylate, and hydroxyl. We hypothesize that these groups can be attractive groups for bacterial and yeast attachment. These groups are present on a large range of nutrients (amino acids, fatty acids) which are commonly recognized by microorganisms. In the present study, foils coated with GO induced membrane disruption and ROS production at a lower level than the Ag-NP and Ag-GO groups; however, cell viability was decreased, which is likely connected to the smaller active surface of GO after ultrasonic modifications.
Conclusies
Ag-NPs, GO, and Ag-GO nanocomposites demonstrated the antibacterial activity that is stronger against gram-negative bacteria (E . coli ) versus gram-positive bacteria (S . aureus en S . epidermidis ) and yeast (C . albicans ). The results showed that the decoration of GO with Ag-NPs promotes a synergistic effect and reduces dramatically the concentrations required to inhibit all tested bacterial and yeast strains. The antimicrobial potential of Ag-GO is also influenced by the thickness of the cell wall of the microorganisms. The thicker peptidoglycan layer in gram-positive bacteria, such as S . aureus en S . epidermidis , may explain why these bacteria are more resistant to the antibacterial effects of GO-Ag. A disruption of membrane functionality from an interaction between released Ag nanoparticles/Ag + ions and the cell membrane and extensive cell membrane damage caused by the formation of ROS ultimately caused damage to the cell due to oxidative stress. In order to explain the mechanism of ROS production, additional studies are needed. Our research indicates the potential applicability of GO-Ag as an antimicrobial agent.
Afkortingen
- AFM:
-
Atoomkrachtmicroscopie
- Ag-NPs:
-
Silver nanoparticles
- DLS:
-
Dynamische lichtverstrooiing
- GO:
-
Grafeenoxide
- GO-Ag:
-
Graphene oxide decorated with silver nanoparticles
- LDE:
-
Laser Doppler electrophoresis
- LDH:
-
Lactate dehydrogenase
- ROS:
-
Reactive oxygen species
- SEM:
-
Scanning elektronenmicroscopie
- XRD:
-
Röntgendiffractie
Nanomaterialen
- Elektrospun polymeer nanovezels versierd met edele metalen nanodeeltjes voor chemische detectie
- Titanaat nanobuisjes versierde grafeenoxide nanocomposieten:voorbereiding, vlamvertraging en fotodegradatie
- Nieuwe nanocomposieten van polystyreen met polyaniline gedoteerd met laurylzwavelzuur
- Endotheelcellen targeten met multifunctionele GaN/Fe-nanodeeltjes
- Bioveiligheid en antibacterieel vermogen van grafeen en grafeenoxide in vitro en in vivo
- synergetische effecten van Ag-nanodeeltjes/BiV1-xMoxO4 met verbeterde fotokatalytische activiteit
- Magnetisch poly(N-isopropylacrylamide) nanocomposieten:effect van bereidingsmethode op antibacteriële eigenschappen
- Bevordering van SH-SY5Y-celgroei door gouden nanodeeltjes gemodificeerd met 6-mercaptopurine en een neuron-penetrerend peptide
- Antibacteriële activiteit van in situ bereide oplossing van chitosan/zilver nanodeeltjes tegen methicilline-resistente stammen van Staphylococcus aureus
- Recente ontwikkelingen in synthetische methoden en toepassingen van zilveren nanostructuren
- Toxiciteit van PEG-gecoate CoFe2O4-nanodeeltjes met behandelingseffect van curcumine