Synthese van gouden nanodeeltjes met behulp van Mimosa tenuiflora-extract, beoordelingen van cytotoxiciteit, cellulaire opname en katalyse

Resultaten en discussies

Synthese

Door visuele inspectie werd gedetecteerd dat de synthese van NP's in beide systemen erg snel is. De meest intense kleur van het AuMt1-systeem die wordt weergegeven in de inzet van aanvullend bestand 1:Afbeelding S1 geeft een hoger gehalte aan NP's van deze synthese aan. Dit komt omdat AuMt1 een dubbele concentratie van metallische voorloper heeft in vergelijking met AuMt2. In aanvullend bestand 1:Tabel S1 hebben reagentia die worden gebruikt bij de synthese van nanodeeltjes een zure pH. Aanvullend bestand 1:Afbeelding S1 toont de veranderingen in pH van de reacties terwijl AuMtNPs-syntheses worden uitgevoerd. Reacties beginnen in een zure omgeving (pH < 2.65), en naarmate de NPs-synthese zich ontwikkelt, neemt de zuurgraad toe. Dit komt door deprotonering van hydroxylgroepen die aanwezig zijn in polyfenolische moleculen van Mt-extract. Dit is in feite de eerste stap van een oxidereductieproces dat resulteert in de overdracht van elektronen van de gedeprotoneerde hydroxylgroep naar Au ³⁺ ionen. Als producten van oxide-reductiereactie, Au ³⁺ ionen worden gereduceerd tot metaalatomen Au ⁰ en polyfenolische ring die 2 elektronen bijdraagt, wordt geoxideerd. Het proces wordt beschreven in de inzet van Aanvullend bestand 1:Afbeelding S1.

UV-Vis-spectra, DPPH en totale polyfenol-assays

Mt bark extract UV-Vis spectrum wordt getoond in Fig. 1a, waar het signaal bestaat uit een goed gedefinieerde band met een maximum in 280 nm en breed van 50 nm. Dit spectrum lijkt erg op het gerapporteerde voor Rumex hymenosepalus wortelextract, dat een hoog gehalte aan polyfenolische verbindingen heeft [49]. Het bepalen van het polyfenolgehalte in extract van Mt-schors is belangrijk omdat deze moleculen aanzienlijk kunnen bijdragen als reductiemiddelen in de synthese van AuNP's, waardoor de noodzakelijke elektronen worden geleverd voor de reductie van Au ³⁺ ion naar metallisch goud (Au ⁰ ). Zodra NP's zijn gevormd, worden polyfenolische verbindingen op hun oppervlak geabsorbeerd, wat stabiliteit aan nanomaterialen geeft.

Karakterisering van Mt Extract. een Mt extract UV-Vis spectrum en b DPPH-remming met eenrichtings-ANOVA-analyse (*p < 0.05)

Voor de DPPH-assay werd waargenomen dat we voor 12,5  mg / L Mt-extract een remming van 50% (L50) verkregen, vergelijkbaar met de waarden die zijn gerapporteerd voor vitamine C en catechines (respectievelijk 46 en 58%). Dit geeft aan dat Mt-extract een antioxidantcapaciteit heeft die sterk lijkt op zuivere verbindingen die als controles worden gebruikt, Fig. 1b waar significante verschillen zijn (*p < 0.05) van controlewaarden zijn gemarkeerd met een asterisk. De waarde van 425  mg/g verkregen uit de totale polyfenolen-assay geeft aan dat bijna de helft van de geëxtraheerde massa equivalent is aan galluszuur. De hoge antioxidantcapaciteit en het hoge polyfenolgehalte in Mt-extract suggereren dat het kan worden gebruikt als een goede synthese van nanomaterialen voor reductie en stabilisatie in het kader van duurzame chemie [50, 51].

Karakterisering

Kinetiek van vorming en UV-Vis-spectravermogen

Figuur 2a toont een temporele evolutie van de absorptie op een SPR-piek van AuNP's (550 en 560 nm voor respectievelijk AuMt1 en AuMt2) terwijl de synthesereactie van nanomateriaal plaatsvindt. Experimentele gegevens passen bij de sigmoïdale functie van Boltzmann [52], waarbij ten minste drie groeistadia worden waargenomen. In de eerste groeit de absorptie langzaam aan het begin van de synthesereactie wanneer Au ³⁺ ionen worden gereduceerd tot Au ⁰ en vormen aggregaten van een paar atomen die samenkomen om kleine NP's te vormen. In de tweede fase vergroten de kleine NP's hun grootte door autokatalytische groei en de absorptie groeit op een snelle manier. In de laatste fase, bij NP-herkristallisatie, bereikt de absorptie zijn stationaire fase. Zoals te zien is in figuur 2, wordt een maximale absorptie bereikt in 60 s voor AuMt1 en 120 s voor AuMt2. Interessant is dat het eerste groeistadium 20 s is voor AuMt1, terwijl het bijna nul is (minder dan 1 s) voor AuMt2, wat wordt verklaard door het hogere aandeel reducerende moleculen (Mt-extract) met betrekking tot de metallische voorloper. Dit bevordert de snelle vorming van de kern in NP's van AuMt2 ten opzichte van AuMt1; niettemin is het volgende groeistadium van de NP's laag voor AuMt2 en worden NP's met een grotere omvang verkregen. Er is gemeld dat de synthese van AuNP's, met behulp van maltose en tween80 als stabilisatie, een groeikinetiek vertoont met een reactietijd die erg lijkt op de in dit werk gerapporteerde [53]. In een ander groen syntheserapport [54] wordt erop gewezen dat het laagste aandeel reducerende/precursormiddelen kleinere NP's genereert.

UV-Vis-karakterisering van AuMt1 en AuMt2. een Kinetische vorming en b UV-Vis-spectra

Figuur 2b toont de karakteristieke absorptiespectra van AuMt in het gebied bestaande uit 250-875 nm. SPR voor AuMt1 toont een symmetrische band met een maximale absorptie in 550 nm en breed van 200 nm. AuMt2-plasmonpiek vertoont een lichte roodverschuiving, nu gelokaliseerd in 560 nm met een asymmetrische band en een grotere breedte dan 300 nm, wat te wijten is aan het verschil in grootte tussen de twee nanomaterialen (d_AuMt1 AuMt2 )_{1 2} . Een soortgelijk gedrag is gemeld bij de synthese van AuNP's met natriumcitratum als reductiemiddel, waarbij de roodverschuiving en plasmonverbreding worden toegeschreven aan hogere oscillatiemodi die de extinctiedoorsnede beïnvloeden door de NP-grootte te vergroten [55]. Bovendien tonen beide spectra de absorptieband bij 280 nm die overeenkomt met de polyfenolische moleculen van het extract, wat suggereert dat Mt-extract werkt als een stabilisator van de AuMtNP's.

Grootte, zetapotentieel en stabiliteit van AuMtNP's

AuMtNP-grootten door DLS en Z-potentiaal werden getest onder verschillende omstandigheden voor één concentratie (50 g / ml) zoals weergegeven in tabel 1. AuMt1 en AuMt2 vertoonden hoge negatieve waarden (≤ 30 mV) in water, wat de elektrostatische stabiliteit van beide nanodeeltjes bevordert systemen. Volgens Qu et al. [56], ζ waarde neemt geleidelijk toe met de NP-grootte; in ons geval heeft AuMt1 een kleinere grootte dan AuMt2 in water, een grootte die wordt gecontroleerd door NP-synthese. Deze maatwaarden komen overeen met NP ζ waarden, waarbij de hogere ζ komt overeen met NP grotere maat. Zeta-potentialen (ζ ) van AuMtNP's gedispergeerd in s-DMEM vertonen minder negatieve waarden met betrekking tot die verkregen in ultrapuur water (tabel 1). Deze vermindering kan worden toegeschreven aan de aanwezige DMEM-kationen en de aanwezige FBS-eiwitten die AuMtNP-oppervlakken bedekken, waardoor de elektrostatische interacties afnemen. Ondanks dit ζ reductie, blijft de waarde dicht bij -25 mV voor beide systemen, wat aangeeft dat nanodeeltjes hun elektrostatische stabiliteit behouden na s-DMEM-incubatie [57]. Daarnaast toont tabel 1 de resultaten die zijn verkregen door DLS voor AuMtNP hydrodynamische diameters (2R_H ) gemeten bij 37°C in ultrapuur water en kweekmedia. In s-DMEM nam de grootte van beide systemen toe als gevolg van eiwitadsorptie op het oppervlak van nanodeeltjes [58]. Voor AuMt1 is de groei van 2R_H vanwege eiwit is corona 33,8 nm en voor AuMt2 42,9 nm. Er wordt verwacht dat hoe groter de nanodeeltjesgrootte groter zal zijn dan het oppervlak voor eiwitabsorptie [59]. Dit zou de iets kleinere waarde op ζ . kunnen verklaren voor AuMt2 vergeleken met AuMt1 in s-DMEM. Voor AuMt1 en AuMt2 is de interactie met s-DMEM-eiwitten te wijten aan de extractmoleculen die aan het oppervlak van de nanodeeltjes zijn bevestigd. Deze moleculen verschillen enigszins tussen AuMt1 en AuMt2, zoals weergegeven in XPS-resultaten. We hebben ook de pH van oplossingen in hetzelfde concentratiebereik gemeten. Er werd vastgesteld dat er geen verandering in pH is en waarvan de gemiddelde waarde rond de 7,5 lag voor zowel AuMt in ultrapuur water als 7,2 in s-DMEM (tabel 1).

Aanvullend bestand 1:Afbeelding S2 toont de hydrodynamische diameters van AuMtNP wanneer gedispergeerd in ultrapuur water en s-DMEM bij 37 °C, in een concentratiebereik tussen 25 en 200 μg/ml. Voor elk bestudeerd systeem verandert de hydrodynamische diameter niet met de nanodeeltjesconcentratie, en alleen voor AuMt2 s-DMEM bij 100 μg/ml neemt de deeltjesgrootte toe ten opzichte van de laagst geëvalueerde concentratie, wat kan wijzen op NP-aggregatieprocessen bij deze concentraties [32].

Fourier Transform Infrared Spectroscopy (FTIR)

FTIR-spectrum, weergegeven in Fig. 3, komt overeen met Mt-extract, AuMt1 en AuMt2. De karakteristieke brede banden gecentreerd rond 3250 cm ⁻¹ worden voornamelijk geassocieerd met fenol OH uit tannines en flavonoïden. Pieken op 1594 cm ⁻¹ komen overeen met N-H buigtrilling, bij 1705 cm ⁻¹ acyclische rek en regio tussen 1000 en 1300 cm ketonen ⁻¹ naar C-O strekken. Pieken in het bereik van 1600 tot 500 cm ⁻¹ worden geïdentificeerd met polyfenolen, signalen op 1235 en 1160 cm ⁻¹ zijn gerelateerd aan het uitrekken van aromatische C–O-bindingen, en bij 1020 cm ⁻¹ naar alifatische C–O band rekken en op 1235 cm ⁻¹ zijn specifiek gerelateerd aan het kenmerk van de cyclische aard van ether. Deze signalen kunnen worden geassocieerd met de meest voorkomende verbindingen in Mt-extract zoals Mimosa-tannine, flavon-sakuranetin, triterpenoïden, saponinen, chalconen en de N ,N -dimethyltryptamine-alkaloïde (aanvullend bestand 1:figuur S3). De monsters AuMt1 en AuMt2 vertonen dezelfde karakteristieke pieken in het gebied van polyfenolen, wat bevestigt dat NP's worden gestabiliseerd door Mt-extractmoleculen [60]. We zien een verandering van 1331 cm ⁻¹ in de breedteband en een afname van de piekintensiteit voor de AuMt1 en AuMt2 komt overeen met de binding tussen AuNP's en de C-H-groep van polyfenolen; 1723 cm ⁻¹ wordt verschoven door oxidatie van polyfenolische verbindingen tot carboxylverbindingen tijdens de reductie van Au ³⁺ tot Au ⁰ [51, 61, 62].

FTIR-spectra. Mt-extract (groen), AuMt1 (zwart) en AuMt2 (rood)

Röntgenfoto-elektronenspectroscopie (XPS)

In de XPS-enquête-scananalyse voor AuMt1 en AuMt2 hebben de monsters duidelijk de aanwezigheid van zuurstof aangetoond (O 1s ), koolstof (C 1s ) en goud (Au 4f ), waarvan de pieken gecentreerd zijn rond respectievelijk 532, 284 en 85 eV, zoals weergegeven in Fig. 4a, b. Er werden XPS-experimenten met hoge resolutie uitgevoerd om een ​​relatieve overvloed aan verschillende functionele groepen moleculen vast te stellen die AuNP-oppervlakken bekleden. Au4f XPS-spectra met hoge resolutie voor AuMt1 en AuMt2 bestaan ​​uit twee symmetrische pieken gescheiden door 3, 7 eV (figuur 4b, e). Pieken geassocieerd met 4f _5/2 spin-orbital coupling are located on binding energy (BE) of 88.6 and 87.7 eV for AuMt1 and AuMt2, respectively. For 4f 7/2, spin-orbital coupling peaks are located on 84.9 and 84.0 eV. The link of intensities (I4f _7/2  > I4f _5/2 ) and location and separation (ΔBE = 3.7 eV) between peaks confirm that gold ions (Au ³⁺ ) are reduced completely to metallic gold Au ⁰ [63]. Au4f signals, for AuMt1, are slightly shifted (~ 0.9 eV) at higher energies with respect to sample AuMt2. This can be explained in terms of NP size differences between samples. AuMt1 has a half population of NPs with size less to 40 nm, while AuMt2 NPs have a mean diameter of 150 nm, determined by TEM. Peak shift for Au4f signals, due to the presence of small NPs, has been reported by other authors who relate the Au4f BE increase with decreasing NP size [64, 65]. Also, the shift effect could be due to the interaction of functional groups capped on surfaces of AuNPs [66]. In Fig. 4c, f, the high-resolution XPS spectra of C1s are shown for AuMt1 and AuMt2. Spectra were deconvoluted by 3 Gaussian bands associated with C=O, C–O, and C–C or C=C. For AuMt1, peaks are centered on 286.9, 286.1, and 284.5 eV, for AuMt2 on 287.0, 286.3, and 284.7 eV, respectively. Comparing the experimental XPS curves for C 1s , we see appreciable differences between AuMt1 and AuMt2. The main difference comes from a significant decrease in AuMt1 of the signal associated with C–O group. Comparing the percentage contributions of each group, obtained from the deconvolutions (Additional file 1:Table S2), we see that in AuMt2 contribution of C–O signal is 27.8% while in AuMt1 is 16.6%. This difference can be explained in terms of the oxide-reduction reaction that gives rise to the process of AuNP formation. The synthesis of AuMt1 is added twice the metal precursor (HAuCl₄ is 0.01 M) than in synthesis of AuMt2. In both cases, the same amount of extract is used as a reducing agent, so in AuMt1, more hydroxyl groups (−C–OH) are consumed to reduce a greater number of Au ³⁺ ionen. Thus, a decrease of C–O signal in AuMt1 confirms that hydroxyl groups participate in the synthesis reaction. High-resolution XPS of O 1s revealed that carbonyl C=O is the most abundant group (Additional file 1:Figure S4 and Table S2). In addition, the content of the C=O group is higher in the AuMt1 sample, which confirms what was previously discussed.

XPS spectra of AuMt1 and AuMt2. een , d Survey spectra, b , e Au4f high resolution, and c , v C1s high resolution

XPS and FTIR indicate that AuMtNPs interact mainly with carbonyl groups (ketones) in addition to hydroxyl groups of Mimosa tannins, saponins, and other molecules that participate in the reduction of Au ³⁺ tot Au ⁰ and stabilization of AuMtNPs [63, 67, 68].

Transmission Electron Microscopy

AuMt1 TEM micrographs are shown in Fig. 5a, b and AuMt2 in Fig. 5d, e showing products’ shape distribution. AuMt1 has the biggest diversity in shapes. AuMt shape is determined by the relationship between the variation of metal precursor concentration and Mt extract at a fixed concentration. In this case, NPs were observed without cleaning the extract to observe the interaction that forms around the AuMt. As observed in the micrographs, an extract is placed on the surface; however, NPs are kept dispersed and no aggregation is shown. Figure 5c, f show size distribution for each sample, and AuMt1 have an average size dispersion of 40 nm and AuMt2 of 150 nm.

Size distributions by TEM. een , b , c AuMt1 and d , e , v AuMt2

In Fig. 6a, AuMt TEM micrographs were also analyzed by EDS (Fig. 6b), which showed Au presence. Other chemical elements such as Cl, O, and Ca, on EDS spectrum, come from the extract that surrounds NPs. According to the crystallographic tab (JCPDS file:04-0784), the obtained distances between 2.35 and 2.03 Å (Fig. 6c) correspond to Au crystalline planes (111) and (200).

Nanostructural characterization of AuMt. een TEM, b EDS, c single HRTEM, and FFT and d XRD

X-ray Diffraction (XRD)

Figure 6d shows the characteristic AuMt XRD diffraction peak at 2Ɵ , which are in 38.17, 44.37, 64.81, and 77.66 ^o corresponding with the planes (111), (200), (220), and (311), respectively; these planes correspond with the face-centered cubic Au (space group Fm ³ m, JCPDS File No. 89-3722). High Score Plus and Origin software were used for the analysis [69].

Biological Tests

Cytotoxicity by MTT and Live/Dead Assay

To evaluate AuMt1 and AuMt2 toxicity, tests were performed on HUVEC cells using MTT. Four concentrations and two times for both materials were evaluated. In Fig. 7a, it is observed that at 24 h for AuMt1, cell viability decreases between 10 and 20%, only in concentrations higher than 25 μg/mL. For AuMt2, a similar effect is obtained in cell viability; however, the concentration of 100 μg/mL seems to have no effect on these tests. In Fig. 7b, MTT tests at 48 h for AuMt1 and AuMt2 are shown. For AuMt1, it is easy to notice that concentration with the greatest effect is 50 μg/mL, where the viability drops almost 30% compared to the control. The concentration of 50 μg/mL seems to be the concentration with the highest toxic effect; however, when the obtained data were analyzed, it is found that there is no significant difference between the obtained data on 24 and 48 h, a similar result obtained for 100 and 200 μg/mL, Fig. 7c. For AuMt2, a toxic effect between 20 and 30% is observed only on 100 and 200 μg/mL, while 25 and 50 μg/mL show no significant difference, compared to the observed effect at 24 h, Fig. 7d. This seems to correlate with AuMt2 size growth in s-DMEM (Additional file 1:Figure S2) where at a concentration of 100 μg/mL, they begin to aggregate. In the work published by Chandran et al. [70], they used gold nanoparticles coated with branched polyethyleneimine (BPEI), lipoic acid (LA), and polyethylene glycol (PEG), where they see an important toxicity in HUVEC cells by nanoparticles coated with BPEI, which have sizes of 40 and 80 nm, where viability is between 20 and 30%. When these particles are covered with human serum proteins, it is found that toxicity decreases; this is due to the corona effect. Recently, Zhaleh et al. [71] have reported the biogenic synthesis of 40-nm gold nanoparticles using leaf extracts from Gundelia tournefortii L. plant. Interestingly and in contrast to our results, the authors indicate that MTT cell viability tests for these particles in HUVEC, the cell viability was 95% at 1000 μg/mL; however, they do not establish if the low cytotoxicity is due to the fact that there is no material internalization or if the particles are harmless due to protein corona. In this sense, bioreductive compounds present in Gundelia tournefortii L extract are different from those reported for Mimosa tenuiflora extract (Additional file 1:Figure S3). Thus, the interactions of these two nanoparticle systems with proteins present in FBS are very different, which may explain the differences in cytotoxic responses.

Viability assay using MTT in HUVEC cell. een For 24 h and b 48 h. 0ne-way ANOVA analysis with (*p < 0.05). Comparison between 24 and 48 h for c AuMt1 and d AuMt2 with ANOVA analysis with Tukey tests (n.s. no significance and (*p  < 0.05))

As mentioned above, AuMt1at a 50-μg/mL concentration shows the highest toxicity and cellular uptake. We believe that toxicity may be due to the fact that the nanomaterial has a low affinity to s-DMEM proteins, since it has only 16.6% of hydroxyl groups on the surface to promote hydrogen bonding with S-DMEM proteins. The fact that the material toxicity decreases as AuMt1 concentration increases may be due to a cellular detoxification response, like an exocytosis caused by high intracellular content of gold [70]. For AuMt2, the toxicity effect at 100 and 200 μg/mL may be due to nanomaterial agglomeration, which could be attaching to the membrane causing adverse effects for the cells; however, more experiments are required to confirm this hypothesis.

Only one concentration (50 μg/mL) was chosen to be evaluated by live/dead fluorescent dye; this is due to the purpose of confirming the MTT results and later analyzing the metallic NP internalization in HUVEC cells, avoiding a field saturation by NPs. When cells were stained with live/dead fluorescent dye kit, it was found that a large part of the cell population favorably marked for calcein and just a few for ethidium homodimer, indicating that cell culture is viable, as shown in Fig. 8.

Live/dead assay in HUVEC cells. een , d , en g with calcein; b , e , en h with ethidium homodimer; en c , v , en ik merge by confocal microscopy

Confocal Laser Scanning Microscopy:Fluorescence of AuMt

In Fig. 9a, d are shown micrographs of AuMt1 and AuMt2 in bright field and in Fig. 9b, e, their corresponding fluorescence, captured by confocal microscopy. Red fluorescence of AuMt (collected emission 650–700 nm) was excited employing 640 nm diode laser, and a mayor size of NPs can be appreciated in AuMt2 sample than AuMt1. In the merge images in Fig. 9c, f, it can be observed how the luminescence comes exclusively from the dark points associated with the NPs. This indicates that the cleaning process effectively removed the extract that is not complexed to the nanomaterial, so there is no background emission. It is interesting to observe that an intense fluorescence of the NPs captured by the confocal system is achieved at a very low excitation power of the laser (below 0.5 mW). So, this NPs system can be fluorescently traced efficiently in cellular systems with little risk of phototoxicity. Some authors have reported fluorescent emission about 610 nm, suggesting intrinsic Au fluorescence [72, 73]. AuNPs emission is related to the core size confinement effect that generates discreet electronic states [74]. However, in our case, the metal surface is covered with flavonoids, which show fluorescence, and when complexing with AuNPs, the fluorescence of both is enhanced. Different authors have reported that fluorescence is largely enhanced by charge transfer from the surface ligands to the metal core via S–Au bonds [75]. It has also been reported that ligands (thiol molecules, DNA oligonucleotides, dendrimers, polymers, peptides, and proteins) affect AuNPs optical and electronic properties since its fluorescent properties can be significantly affected by their surface chemistry [76].

AuMt1 and AuMt2 fluorescence. een , d Bright field. b , e Confocal. c , v Merge

Cellular Internalization

Cells were also analyzed, by confocal microscopy, after 24 h incubation, with AuMt1 and AuMt2 at a concentration of 50 μg/mL. The nucleus is shown in blue color using DAPI Fig. 10a, and the cytoskeleton structure was stained with anti-beta actin in green color Fig. 10b and merge Fig. 10c. The observed micrographs were obtained through 3 different channels on separate tracks, where the excitation wavelengths were 405, 488, and 640 nm for DAPI, anti-beta actin, and AuMt, respectively.

AuMt1 and AuMt2 cellular internalization. een , d , en g with DAPI; b , e , en h with beta-actin; en c , v , en ik merge by confocal microscopy

As previously described, cells were also analyzed by confocal microscopy, for AuMt1 and AuMt2 internalization, at a concentration of 50 μg/mL. Confocal micrographs show that AuMt are internalized in HUVEC cells cytosolic space, and many of these particles are surrounding the nucleus, without being internalized in it. When not observing particles in the nucleus, a more meticulous analysis was carried out, by cell orthogonal projection and a 3-D reconstruction. Observing the micrographs of both reconstructions, it is possible to notice that AuMt is distributed differentially. In Fig. 11a, b for AuMt1, it can be observed that a material is dispersed in the cytoplasm, while in AuMt2, the material is concentrated in the nuclear periphery, as shown in Fig. 11c, d. We were not able to find NPs in the nucleus, and this suggests that the nanomaterial has little or no genotoxic potential, since it has no way of interacting with nuclear DNA, which is a quality for a nanocarrier. Efficient cellular uptake depends on NP size, shape, charge, and coating, the parameters that can affect their interactions with cell proteins. The fact that polyphenolic compounds are found on AuMt surface could facilitate the nanomaterial internalization, which would make it a candidate as a possible pharmacological nanocarrier [77,78,79].

Orthogonal projections and 3-D images. een , c AuMt1 and AuMt2 cellular internalization analysis through orthogonal projection and b , d 3-D reconstruction by confocal microscopy

The obtained results for an AuMtNP cellular uptake in HUVEC by a confocal microscopy at 50 μg/mL suggests that AuMt1 interacts with the cells in a greater quantity than AuMt2 in a 3:1 ratio, as seen in Additional file 1:Figures S5–S7. If we consider that protein corona in AuMt1 is 9.1 nm smaller than in AuMt2, we can suggest that AuMt1-efficient internalization by HUVEC cells is given by a combination of factors such as AuMt1 smaller size, the highest absolute value of z potential and the lower thickness of protein corona. This indicates a poor protein coverage that allows partial exposure of the nanoparticle surface, which is rich in extract molecules. Therefore, nanoparticles can interact by means of extract molecules with surface-specific membrane receptors that facilitate the internalization of AuMt1.

Catalytic Tests

Catalysis

Analysis of catalytic reaction was realized to calculate the degradation percentage ( %D) using the Eq. (5):

using the A ₀ absorbance at t  = 0 and A is the absorbance at time t . Langmuir-Hinshelwood equation was used to calculate the slope of the regression plot \( \ln \left(\frac{A}{A_0}\right) \) versus irradiation time [80], which is expressed in Eq. (6) and K is the first-order rate constant of the degradation ratio:

For the analysis of catalytic activity on MB degradation, the absorbance at 660 nm was monitored. Figure 12 shows the AuMt1 and AuMt2 catalytic activity, where a decrease on maximum absorption of MB is observed as time progresses Fig. 12a, d. MB degradation and its conversion to leucomethylene is confirmed by progressive decreases of the absorbance at 292, 614, and 660 nm correspond to MB and by the increase in time of the absorbance at 256 nm associated with leucomethylene. Homogeneous catalysis reaches a 50% MB degradation at 190 s Fig. 12b, while the degradation ratio K for the total process is 8.24 × 10 ⁻³ s to AuMt1 Fig. 11c. AuMt2 reaches a 50% of MB degradation in 400 s, Fig. 12e, and K takes the value of 3.54 × 10 ⁻³ /s, Fig. 12f.

AuMt1 and AuMt2 Catalysis. een , d UV-Vis spectra. b , e Percentage. c , v Ratio of MB degradation

On this way, AuMt1 have a more efficient response than AuMt2. We observed a size-dependent effect (AuMt) in degradation ratio [81], and a total surface area of NPs is inversely proportional to the NP size [37]. Table 2 shows a comparison between different green syntheses of AuNPs and their K obtained in size function.